2019, Número 2
<< Anterior Siguiente >>
Cir Plast 2019; 29 (2)
Técnica de aislamiento de la fracción vascular estromal derivada del tejido adiposo: obtención de células madre adultas para diversas aplicaciones
Pérez‑Willis WA, Yance‑Morales M, Pérez‑Soto WS
Idioma: Español
Referencias bibliográficas: 22
Paginas: 202-209
Archivo PDF: 285.09 Kb.
RESUMEN
En la actualidad se sabe que el tejido adiposo está compuesto por adipocitos y fracción vascular estromal. Dentro de ésta se encuentran las células madre derivadas del tejido adiposo, mismas que se están utilizando en diversos estudios; sin embargo, al momento no hay un protocolo estandarizado para obtener dicha fracción y en muchas ocasiones son costosos ya que en algunos casos utilizan equipos automatizados. En este estudio describimos una técnica detallada de aislamiento de la fracción vascular estromal que emplea elementos básicos, económicos, con resultados óptimos, para que sean accesibles a todos los especialistas. Tomamos muestras de tejido adiposo del área abdominal de 30 mujeres de 25 a 50 años de edad, mediante una cánula de lipoaspiración. Las muestras se sometieron a aislamiento de la fracción vascular estromal con la técnica que proponemos, llevando un control con una técnica denominada clásica y se tomó como base el método enzimático. Después realizamos el conteo celular con la coloración azul de tripán por medio de una cámara de Neubauer de forma manual, obteniendo una concentración celular promedio de 427,033 células/mL de fracción vascular estromal y una viabilidad celular promedio de 79.6%. También tomamos en cuenta el tiempo de aislamiento, que fue en promedio de 75.1 minutos. Concluimos que nuestra propuesta es una técnica de fácil aplicación, accesible y económica, con resultados adecuados para realizar terapias o cultivos celulares, sin que sea necesario el uso de equipos automatizados y es una base fundamental para los especialistas de cirugía plástica y reconstructiva.
REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)
Argibay P. Medicina regenerativa. Ediciones del Hospital, 2011. pp. 18-19.
Magalon G, Daumas A, Sautereau N, Magalon J, Sabatier F, Granel B. Regenerative approach to scleroderma with fat grafting. Clin Plast Surg 2015; 42: 353-364.
Rangwala SM, Lazar MA. Transcriptional control of adipogenesis. Ann Rev Nut 2000; 20: 535-559.
Deslex S, Negrel R, Vannier C, Etienne J, Ailhaud G. Differentiation of human adipocyte precursors in a chemically defined serum-free medium. Int J Obes 2987; 11 (1): 19-27.
Zuk PA, Zhu M, Ashjian P, De Ugarte DA, Huang JI, Mizuno H et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Mol Biol Cell 2002; 13: 4279-4295.
Rangappa S, Fen C, Lee EH, Bongso A, Sim EK. Transformation of adult mesenchymal stem cells isolated from the fatty tissue into cardiomyocytes. Ann Thorac Surg 2003; 75 (3): 775-779.
Ashjian PH, Elbarbary AS, Edmonds B, DeUgarte D, Zhu M, Zuk PA, Lorenz HP, Benhaim P, Hedrick MH. In vitro differentiation of human processed lipoaspirate cells into early neural progenitors. Plast Reconstr Surg 2003; 111: 1922-1931.
Safford KM, Hicok KC, Safford SD, Halvorsen YD, Wilkison WO, Gimble JM et al. Neurogenic differentiation of murine and human adipose-derived stromal cells. Biochem Biophys Res Commun 2002; 294 (2): 371-379.
Dominici M, Le Blanc K, Mueller I, Slaper-Cortenbach I, Marini F, Krause D et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy Position Statement. Cytotherapy 2006; 8: 315-317.
Rodbell M. Metabolism of isolated fat cells. J Biol Chem 1964; 239: 375-380.
Sterodimas A, de Faria J, Nicaretta B, Papadopoulos O, Papalambros E, Ilouz Y-cell-assited lipotransfer. Aesthet Surg J 2010; 30 (1): 78-81.
Hamou C, Callaghan MJ, Thangarajah H, Chang E, Chang EI, Grogan RH et al. Mesenchymal stem cells can participate in ischemic neovascularization. Plast Reconstr Surg 2009; 123: 45S-55S.
Mylotte LA, Duffy AM, Murphy M, O’Brien T, Samali A, Barry F et al. Metabolic flexibility permits mesenchymal stem cell survival in an ischemic environment. Stem Cells 2008; 26 (5): 1325-1336.
Yoshimura K, Sato K, Aoi N, Kurita M, Hirohi T, Harii K. Cell-assisted lipotransfer for cosmetic breast augmentation: supportive use of adipose derived stem/stromal cells. Aesthet Surg J 2008; 32 (1): 48-55. (Discussion 56-57).
Sterodimas A, de Faria, J Nicaretta B. Autologous fat transplantation versus adipose derived stem cells enriched lipograft. Aesthet Surg J 2011; 31 (6): 682-689.
Yoshimura K, Kuno S. Condensation of tissue and stem cells for fat grafting. Clin Plast Surg 2015; 42: 191-197.
Minteer DM, Marra KG, Rubin JP. Adipose stem cells biology, safety, regulation and regenerative potential. Clin Plast Surg 2015; 42: 169-179.
Pawitan J, Liem I, Bustami A, Purwoko RY. Simple lipoaspirate washing using a coffee filter. Asian Biomed 2013; 7 (3): 333-338.
Gonzales de Buitrago J. Técnicas y métodos de laboratorio clínico. 2ª ed. Barcelona: Masson 2004, pp. 278-279.
Keck M, Zeyda M, Gollinger K, Burjak S, Kamolz LP, Frey M et al. Local anesthetics have a major impact on viability of preadipocytes and their differentiation into adipocytes. Plast Reconstr Surg 2010; 126: 1500-1505.
Pfeiffer J. Enzymes, the physics and chemistry of life. Ed. New York: Simon and Schuster, 1954, pp. 171-173.
Almeida KA, Campa A, Alonso-Vale MIC, Lima FB, Daud ED, Stocchero IN. Fracción vascular estromal de tejido adiposo: cómo obtener células madre y su rendimiento de acuerdo a la topografía de las áreas donantes: estudio preliminar. Cir Plast Iberolatinoam 2008; 34: 71-79.