Cambios morfológicos  producidos por el estrés sobre  la población de células de Paneth

David Israel Martínez García; Jaime Camacho Aguilera; Iván Villanueva Becerril; Adriana Becerril Montes

2009, Número 3

<< Anterior Siguiente >>

Rev Med Hosp Gen Mex 2009; 72 (3)

Cambios morfológicos producidos por el estrés sobre la población de células de Paneth

Martínez GDI, Camacho AJ, Villanueva BI, Becerril MA

Texto completo

Cómo citar este artículo

Artículos similares

Idioma: Español
Referencias bibliográficas: 26
Paginas: 129-135
Archivo PDF: 240.00 Kb.

RESUMEN

Introducción: La mucosa del intestino delgado tiene vellosidades y el epitelio que las cubre se continúa con las criptas de Lieberkuhn, en cuyo fondo están las células de Paneth, que tienen ciclo vital largo, no presentan mitosis; en su citoplasma muestran gránulos acidófilos que contienen cinc, lisozimas, fosfolipasa A, IgA, péptidos antimicrobianos, y contribuyen al control de la flora bacteriana y defensa inmunitaria. El estrés, una perturbación de la homeostasis que produce una respuesta fisiológica, activa el eje hipotálamo-hipófisis-glándula suprarrenal y el sistema nervioso vegetativo, resultando en la producción de corticoides y catecolaminas que actúan a nivel sistémico. En el intestino delgado, esa acción produce trastornos funcionales diversos. Objetivo: En este trabajo se estudia el efecto del estrés sobre la morfología y población de células de Paneth. Material y métodos: Se utilizaron 18 ratas Wistar divididas en tres grupos: control, de estrés agudo y de estrés crónico inducidos por el modelo de nado forzado; se sacrificaron por perfusión y, obtenidos los segmentos del intestino delgado, se procesaron por método histológico convencional y los cortes de 5 micras se colorearon con tricrómica de Gomori, lectina de trigo y con rodamina, revelando anticuerpo contra alfa defensina. Bajo el microscopio se observó el número de células de Paneth y el aspecto de sus gránulos. Resultados: En los grupos de estrés se registró aumento en el número de células de Paneth y de sus gránulos en todos los segmentos. El incremento numérico puede ser expresión de estimulación de la maduración y el de gránulos, de activación funcional. Conclusiones: La población de células de Paneth es sensible al estrés y responde con indicadores de estimulación.

REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)

Rumio C, Besusso D, Palazzo M, Selleri S, Sfondrini L, Dubini F, Ménard S, Balsari A. Degranulation of Paneth Cells via Toll-Like Receptor 9. Am J Pathol 2004; 165 (2): 373–381.
Fawcett DW. Tratado de histología. 12a ed. México: Interamericana-McGraw-Hill; 1995. p. 646-658.
Geneser F. Histología. 3a ed. México: Panamericana; 2003. p. 498-505.
Elphick DA, Mahida YR. Paneth cells: Their role in innate immunity and inflammatory disease. Gut 2005; 54: 1802-1809.
Gent A, Creamer B. Paneth cells secretion. Digestion 1972; 7: 1–12.
Shimada O, Ishikawa H, Tosaka–Shimada H, Yasuda T, Kishi K, Suzuki S. Detection of deoxyribonuclease I along the secretory pathway in Paneth cells of human small intestine. J Histochem Cytochem 1998; 46; 833-840.
Bevins CL. Events at the host-microbial interface of the gastrointestinal tract. V. Paneth cell alpha-defensins in intestinal host defense. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol 2005; 289: 173-176.
Guyton AC, Hall J. Tratado Fisiología Médica. México; McGraw–Hill-Interamericana; 2002. p. 817-818.
Pohlmeyer I, Jorns J, Schumacher U, Van Dame M, Peumans W, Pfuller U. Lectin histochemical investigations of the distal gut chicks with special emphasis on the follicle–associated epithelium. J Vet Med 2005; 52: 138-146.
Andreu P, Colnot S, Godard C, Gad S, Chafey P, Niwa-Kawakita M, Laurent-Puig P, Kahn A, Robine S, Perret C, Romagnolo B. Crypt-restricted proliferation and commitment to the Paneth cell lineage following Apc loss in the mouse intestine. Development 2005; 132: 1443-1451.
Batlle E, Henderson JT, Beghtel H, van den Born MM, Sancho E, Huls G, Meeldijk J, Robertson J, van de Wetering M, Pawson T, Clevers H. Beta-catenin and TCF mediate cell positioning in the intestinal epithelium by controlling the expression of EphB/ephrinB. Cell 2002; 111: 251-263.
Leis O, Madrid JF, Ballesta J, Hernández FN. An O-linked oligosaccharides in the secretory granules of rat Paneth cells: an ultrastructural cytochemical study. J Histo Cytochem 1997; 45: 285-293.
Jarillo, A. Becerril, A. Detección citoquímica de fucosa y ácido siálico/N-acetil-glucosamina en células de Paneth. Memorias Second Interamerican Congress on Electron Microscopy, Cancún Q.R.
Wehkamp J, Salzman NH, Porter E, Nuding S, Weichenthal M, Petras RE, Shen B, Schaeffeler E, Schwab M, Linzmeier R, Feathers RW, Chu H, Lima H Jr, Fellermann K, Ganz T, Stange EF, Bevins CL. Reduced Paneth cell {alpha}-defensins in ileal Crohn’s disease. Proc Natl Acad Sci USA 2005.
Ouellette AJ. Paneth cell alpha-defensins: peptide mediators of innate immunity in the small intestine. Springer Semin Immunopathol 2005; 27: 133-146.
Inada K, Tanaka H, Nakanishi H, Tsukamoto T, Ikehara Y, Tatematsu K, Nakamura S, Porter EM, Tatematsu M. Identification of Paneth cells in pyloric glands associated with gastric and intestinal mixed-type intestinal metaplasia of the human stomach. Virchows Arch 2001; 439: 14-20.
Hao HN, Zhao J, Lotoczky G, Grever WE, Lyman WD. Induction of human beta-defensin-2 expression in human astrocytes by lipopolysaccharide and cytokines. J Neurochem 2001; 77: 1027-1035.
Kamdar K, Maemoto A, Qu X, Young SK, Ouellette AJ. In vitro activation of the rhesus macaque myeloid alpha-defensin precursor proRMAD-4 by neutrophil serine proteinases. J Biol Chem 2008; 283 (47): 32361-8.
Satoh Y, Yamano M, Matsuda M. Ultrastructure of Paneth cells in the intestine of various mammals, J Electron Microsc Tech 1990; 16: 69–80.
Sundstrom G, Helander H. Quantitative electron microscopic studies on rat ileal Paneth cells under various physiological and experimental conditions. Hepatogastroenterology 1980; 27: 286–293.
Briones AA, Rocha L, Picazo O. Influence of forced swimming stress on 5-HT1A receptors and serotonin levels in mouse brain. Progress in neuro_farmacology and biological psichiatry 2005; 29: 275-281.
Porter E, Yang H, Yavagal S, Preza GC, Murillo O, Lima H, Greene S, Mahoozi L, Klein-Patel M, Diamond G, Gulati S, Ganz T, Rice PA, Quayle AJ. Distinct defensin profiles in Neisseria gonorrhoeae and Chlamydia trachomatis urethritis reveal novel epithelial cell-neutrophil interactions. Infect Immun 2005; 73: 4823-4833.
Batlle E, Henderson JT, Beghtel H, van den Born MM, Sancho E, Huls G, Meeldijk J, Robertson J, van de Wetering M, Pawson T, Clevers H. Beta-catenin and TCF mediate cell positioning in the intestinal epithelium by controlling the expression of EphB/ephrinB. Cell 2002; 111: 251-263.
Yang HS, Hinds PW. pRb-mediated control of epithelial cell proliferation and Indian hedgehog expression in mouse intestinal development. BMC Dev Biol 2007; 26; 7: 6.
Dinsdale D, Biles B. Postnatal changes in the distribution and elemental composition of Paneth cells in normal and corticosteroid–treated rats. Cell Tissue Res 1986; 246: 183-187.
Briones AA, Rocha L, Picazo O. Alterations in GABAergic function following forced swimming stress. Farmacology biochemistry and behavior 2005; 80: 463-470.