2017, Número 1
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VacciMonitor 2017; 26 (1)
Activación del polisacárido capsular de Streptococcus pneumoniae serotipo 23F para la obtención de vacunas conjugadas
Chang-Calderón J, Serrano-Rodríguez Y, Garrido-Arteaga R, Pedroso-Fernández J, Cardoso-San Jorge F, Rodríguez-Noda L, Santana-Mederos D, García-Rivero D, Valdés-Balbín Y, Vérez-Bencomo V
Idioma: Español
Referencias bibliográficas: 21
Paginas: 8-16
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RESUMEN
En la actualidad, las vacunas conjugadas constituyen un gran hito en el desarrollo de fármacos que protegen
contra las enfermedades infecciosas. Estas vacunas no solo disminuyen drásticamente la mortalidad y morbilidad
de diferentes enfermedades causadas por bacterias en la población infantil; sino que también repercuten sobre la
población no vacunada. Las vacunas conjugadas se basan en establecer una unión covalente entre un polisacárido
y una proteína portadora para lo cual existen diferentes procedimientos químicos. Todos los procedimientos de
conjugación requieren la presencia de grupos reactivos complementarios que muchas veces son generados en ambas
macromoléculas. Este trabajo se enfoca en el estudio de la reacción de fragmentación y de la oxidación peryódica
sobre el polisacárido capsular serotipo 23F de
Streptococcus pneumoniae para su uso como antígeno vacunal. Se
estableció la fragmentación del polisacárido mediante hidrólisis con ácido acético y trifluoroácetico. En el caso de
la reacción de oxidación se encontró que la cantidad de moles de peryodato de sodio y la temperatura infl uyen de
manera directamente proporcional sobre la generación de grupos carbonilos. Adicionalmente se demostró que el
sustituyente glicerol-fosfatos presente en la estructura del serotipo 23F es relevante para conservar la antigenicidad.
El procedimiento descrito permite obtener conjugados inmunogénicos a partir del polisacárido capsular de
Streptococcus pneumoniae serotipo 23F en el modelo de conejos.
REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)
Simonsen L, Taylor RJ, Young-Xu Y, Haber M, May L, Klugman KP. Impact of pneumococcal conjugate vaccination of infants on pneumonia and infl uenza hospitalization and mortality in all age groups in the United States. MBio 2011;2:e00309-10.
Pilishvili T, Lexau C, Farley M, Hadler J, Harrison L, Bennett N, et al. Sustained reductions in invasive pneumococcal disease in the era of conjugate vaccine. J Infect Dis 2010;201:32-41.
Lees A, Nelson B, Mond J. Activation of soluble polysaccharides with 1-cyano-4-dimethylaminopyridinium tetrafl uroborate for use in protein–polysaccharide conjugate vaccines and immunological reagents. Vaccine 1996;14:190–8.
Gildersleeve J, Oyelaran O, Simpson J, Allred B. Improved Procedure for Direct Coupling of Carbohydrates to Proteins via Reductive Amination. Bioconjug Chem 2008;19(7):1485-90.
Paterson G, DunKan J. Recent advances in the fi eld of Salmonella Typhi vaccines. Human Vaccine 2010;6(5):379-84.
Qingrui H, Dongxia L, Aijun K, Wenqi A, Bei F, Xiaowei M, et al. PEG as a spacer arm markedly increases the immunogenicity of meningococcal group Y polysaccharide conjugate vaccine. Journal of Controlled Release 2013;172:382-9.
Pawlowski A, Kallenius G, Svenson S. Preparation of pneumococcal capsular polysaccharide-protein conjugate vaccines utilizing new fragmentation and conjugation technologies. Vaccine 2000;18(18):1873-85.
Soubal J, Peña L, Santana D, Valdés Y, García D, Pedroso J, et al. Procedure for the conjugation of the Streptococcus pneumoniae serotype 6B capsular polysaccharide to the tetanus toxoid. Biotecnología Aplicada 2013;30:208-15.
Kamerling J. Pneumococcal polysaccharides: A chemical view. En: Tomasz A, editor. Streptococcus pneumoniae: molecular biology and mechanisms of disease. New York: Mary Ann Lierbert, Inc.; 2000. p.85–93.
John S, Laskowich E, Michon F, Kaiser R, Arumugham R. Monitoring activation sites on polysaccharides by GC–MS. Anal Biochem 2006;358(1):136-42.
World Health Organization. Recommendations for the production and control of pneumococcal conjugate vaccine. Technical Report Series No 927. Geneva: WHO; 2005.
Bruckner J. Estimation of monosaccharides by the orcinolsulfuric acid reaction. Biochemical Journal 1995;60:200-5.
Porro M, Vitti S, Antoni G, Neri P. Modifi cations of Park-Johnson ferricyanide submicromethod for the assay of reducing groups in carbohydrates. Anal Biochem. 1981;118:301-6.
Lowry OH, Rosebrough NJ, Farr AL, Randall RJ. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J. Biol. Chem. 1951;193:265-75.
Chang J, SerranoY, Garrido R, Pedroso J, Cardoso F, García D, et al. Caracterización de conjugados inmunogénicos de polisacárido capsular Streptococcus pneumoniae serotipo 14. VacciMonitor 2013;22(1):15-21.
World Health Organization. Training Manual for Enzyme-Linked Immunosorbent Assay for the Quantitation of Streptococcus pneumoniae Serotype-Specifi c IgG (Pn Ps ELISA). London: World Health Organization Pneumococcal Serology Reference Laboratories; 2016. Disponible en: https://www.vaccine.uab.edu/ ELISA%20protocol.pdf.
Richards J, Perry M. Structure of the specifi c capsular polysaccharide of Streptococcus pneumoniae type 23F (American type 23). Biochem Cell Biol 1988;66:758-71.
Chang J, Serrano Y, Garrido R, Rodríguez L, Pedroso J, Cardoso F, et al. Relevance of O-Acetyl and phosphoglycerol groups for the antigenicity of Streptococcus pneumoniae serotype 18C capsular polysaccharide. Vaccine 2012;30:7090-6.
Park S, Nahm M. L-rhamnose is often an important part of immunodominant epitope for pneumococcal serotype 23F polysaccharide antibodies in human sera immunized with PPV23. PLoSOne 2013;8:e83810. doi: 10.1371/journal.pone.0083810.
Charlotte C, Yu I, Manam V, Hepler R, PHennessey J. Carbohydrate composition analysis of bacterial polysaccharides: optimized acid hydrolysis conditions for HPAEC-PAD analysis. Anal Biochem 1992;201:343-9.
Kim J, Laskowich E, Michon F, Kaiser R, Arumugham R. Monitoring activation sites on polysaccharides by GC-MS. Anal Biochem. 2006;358:136-42.