medigraphic.com
ISSN 1025-0298 (Digital)
ISSN 1025-028X (Impreso)

2015, Número 3

<< Anterior

VacciMonitor 2015; 24 (3)


Desarrollo de un novedoso protocolo para el monitoreo preclínico de sistemas de liberación mucosal con capacidad adyuvante

Ibrahim-Saeed M, Rahaman-Omar A, Zobir-Hussein M, Mohamed-Elkhidir I, Hussein-Al-Ali S, Sadiq-Al-Qubaisi M, Sekawi Z

Idioma: Ingles.
Referencias bibliográficas: 21
Paginas: 120-132
Archivo PDF: 2324.29 Kb.


RESUMEN

Este trabajo contribuye a la investigación de vacunas, a través de una plataforma in vitro que monitorea los perfiles de liberación vacuna-adyuvante, como paso crucial para el desarrollo preclínico de vacunas mucosales. Las nano y macropartículas de fosfato de calcio (Cap), se encapsularon en sistemas de liberación de quitosana y alginato. El perfil de liberación del adyuvante fue monitoreado en membranas permeables a 37ºC, pH2 e incubado en tampón isotónico por 96 horas. Se monitoreó el calcio liberado en el tampón externo y se comparó con la capacidad de hidratación del sistema de liberación utilizado y sus características biofísicas. Los adyuvantes y sistemas de liberación no interfirieron con la proliferación de cultivos de hepatocitos, demostrando un uso seguro. La viscosidad de la quitosana y su nivel de hidratación fueron mayores que los del alginato, mientras que el potencial zeta de la quitosana fue altamente positivo y el del alginato negativo. Las formulaciones de Cap y las partículas de quitosana tenían tallas nanométricas, mientras que el Cap en alginato formó micropartículas que se observaron en zeta seizer y microscopios electrónicos de barrido. El perfil de liberación de las nanopartículas ocurrió de forma ascendente, extendida y controlada en comparación con el de las micropartículas. Además, el perfil de liberación de la quitosana fue superior al del alginato. Los factores esenciales a controlar en sistemas de liberación con capacidad adyuvante incluyen: partículas adyuvantes de pequeño tamaño (nano), sistemas de liberación con bajo perfil de hidratación, alta viscosidad y poder de encapsulación reversible. La quitosana ofrece una capacidad superior para la liberación del adyuvante nano-Cap. Este novedoso estudio, responde a la necesidad de optimizar las formulaciones antes de los estudios in vivo en animales, sin tener en cuenta el tamaño de partículas o la cinética de distribución.


REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)

  1. Baudner BC, Morandi M, Giuliani MM, Verhoef JC, Junginger HE, Costantino P, et al. Modulation of Immune Response to Group C Meningococcal Conjugate Vaccine Given Intranasally to Mice Together with the LTK63 Mucosal Adjuvant and the Trimethyl Chitosan Delivery System. The Journal of Infectious Diseases 2004;189:828-32.

  2. Illum L, Jabbal-Gill I, Hinchcliffe M. Chitosan as a novel nasal delivery system for vaccines. Adv Drug Del Rev 2001;51:81-96.

  3. Gupta RK, Relyveldt RH, Lindbladt EB, Bizzini B, Ben-Efraim S, Gupta CK. Adjuvants: a balance between toxicity and adjuvanticity. Vaccine 1993;11(3):293-306

  4. Cox JC, Coulter AR. Adjuvants: a classification and review of their modes of actionVaccine 1997;15(3):248-56.

  5. Galindo-Rodríguez SA, Allemann E, Fessi H, Doelker E. Polymeric nanoparticles for oral delivery of drugs and vaccines: a critical evaluation of in vivo studies. Crit Rev Ther Drug Carrier Sys 2005;22:419-64.

  6. Calvo P, Remunan-López C, Vila-Jato JL, Alonso MJ. Novel hydrophilic Chitosan-polyethylene oxide nanoparticles as protein carriers. J Appl Polym Sci 1997;63:125-32.

  7. Lucey JA, Horne DS. Milk Salts: Technological Significance. In: McSweeney PLH, Fox PF, editors. Advanced Dairy Chemistry 3-Lactose, Water Salts, and Minor Constituents; 3rd ed. New York: Springer; 2009.p.351-90.

  8. Chernousova S, Klesing J, Soklakova J, Epple M. A genetically active nano-Calcium phosphate paste for bone substitution, encoding the formation of BMP-7 and VEGF-A. RSC Adv 2013;3:11155-61.

  9. Relyveld EH. Preparation and use of Calcium phosphate adsorbed vaccines. Dev Biol Stand 1986; 65:131–6.

  10. Dimitrov DS. Therapeutic Proteins. In: Voynov V, Caravella JA, editors. Methods and Protocols, Methods in Molecular Biology. New York: Springer; 2013.p.1-26.

  11. Ladet S, Laurent D, Domard A. Multi-membrane hydrogels. Nature 2008;452(7183):76-9.

  12. Janes KA, Calvo P, Alonso MJ. Polysaccharide colloidal particles as delivery systems for macromolecules. Adv Drug Del Rev 2001;47(1):83-97.

  13. Boddupalli BM, Mohammed ZNK, Nath RA, Banji D. Mucoadhesive drug delivery system: An overview. J Adv Pharm Technol Res 2010;1(4):381-7.

  14. Hu L, Sun Y, Wu Y. Advances in Chitosan-based drug delivery vehicles. Nanoscale 2013;5(8)3103-11.

  15. Scherließ R. In vivo evaluation of Chitosan as an adjuvant in subcutaneous vaccine formulations. Vaccine 2013;31(42):4812-9.

  16. Longer MA, Cheng HS, Robinson JR. Bioadhesive polymers as platforms for oral controlled drug delivery III: oral delivery of chlorothiazide using a bioadhesive polymer. J Pharm Sci; 1985;74(4):406-11.

  17. Rawat, M. Singh, D. Saraf, S. et al. Development and in vitro evaluation of Alginate gel-encapsulated, Chitosan -coated ceramic nanocores for oral delivery enzyme. Drug Dev. Ind. Pharm; 2008;34:181-8.

  18. Xing J, Deng L, Dong A. Chitosan/Alginate Nanoparticles Stabilized by Poloxamer for the Controlled Release of 5-Fluorouracil. Journal of Applied Polymer Science; 2010;117(4):2354–9.

  19. Di Martino A, Sottinger M, Risbud MV. Chitosan: A versatile biopolymer. Biomaterials; 2005;26:5983–90.

  20. Lehr CM, Bouwstra JA, Junginger HE. In vitro evaluation of mucoadhesive properties of Chitosan and some other natural polymers. Int J Pharm 1992;78:43-8.

  21. Alves-Cardoso D, van den Beucken JJJP, Both LLH, Bender J, Jansen JA, Leeuwenburgh SC. Gelation and biocompatibility of injectable Alginate–Calcium phosphate gels for bone regeneration. J Biomed Mater Res Part A 2014;102(3):808-17.




2020     |     www.medigraphic.com