Barriga AG, López ÁL, Ramírez CF, Monzalvo HME, Villagrán GJA, Rodríguez AE, Hernández SEA

Idioma: Español
Referencias bibliográficas: 25
Paginas: 156-162
Archivo PDF: 155.95 Kb.

RESUMEN

Introducción: La tuberculosis es la segunda causa de mortalidad mundial por agentes infecciosos; en 2011 se registraron en nuestro país 19,445 nuevos casos y una frecuencia de 17.8 por cien mil habitantes. En este trabajo se analizan la sensibilidad, especificidad, ventajas y desventajas de diversas técnicas de laboratorio para su diagnóstico y tratamiento en 6,470 muestras de pacientes con sospecha clínica de tuberculosis. Material y métodos: Se analizaron los resultados obtenidos utilizando una técnica de tinción (Ziehl Neelsen), dos diferentes medios de cultivo (Caldo Base, Middlebrook modificado 7H9, BBL, MGIT y Lowestein Jensen, bioMérieux), dos pruebas de tipificación (Accuprobe. Gen Probe y Genotype. HAIN CM/N, MTBC, MTBRD plus, MTBRDs. Hain Life Science), y dos métodos de susceptibilidad antimicrobiana (MGIT system Becton Dickinson y Genotype HAIN, Hain Life Science GmbH) en 6,470 muestras tanto pulmonares como extrapulmonares del mismo número de pacientes provenientes de los cuatro hospitales del Centro Médico Nacional «La Raza» del Instituto Mexicano del Seguro Social, con sospecha clínica de tuberculosis. Resultados: 623 muestras fueron positivas a cultivo; el medio de cultivo líquido con monitoreo continuo fue el método más sensible (94.8%), obteniéndose resultados en una media de 12 días. La mayor parte de aislamientos correspondió al complejo Mycobacterium tuberculosis (76.5%) y a Mycobacterium avium (17.1%). Cuatro cepas fueron resistentes simultáneamente a rifampicina e isoniazida y cinco a rifampicina. Se observó un predominio del sexo masculino (62.7%); el síndrome de inmunodeficiencia adquirida fue el factor predisponente de mayor frecuencia. Conclusiones: De acuerdo con los datos obtenidos en este estudio recomendamos el empleo simultáneo de medios de cultivo líquidos y sólidos. Los medios de cultivo líquidos con monitoreo continuo reducen hasta en 20 días el tiempo de aislamiento, cuando se comparan con el medio sólido. Aunque la sensibilidad y especificidad de las técnicas de tipificación y drogosensibilidad fueron similares, las pruebas de reacción en cadena de la polimerasa y tipificación en tira ofrecen un menú más amplio de especies y número de antimicrobianos para evaluar y son más fáciles de realizar e interpretar. En todos los pacientes con factores predisponentes al desarrollo de tuberculosis deberán de establecerse medidas de vigilancia y prevención.

REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)

1. Organización Mundial de la Salud. La tuberculosis en datos y cifras. Nota descriptiva No. 107. World Health Organization. Media Centre. 2013; 1-5.

2. Castellanos JM, García KMA. Situación actual de la tuberculosis en el mundo, México y Veracruz. Avances y Desafíos. CENAPRECE. 2012. Disponible en: http://conave.gob.mx/tuberculosis.

3. Barrera L, Montaro E. Consideraciones sobre la implementación de nuevas herramientas diagnósticas en las redes de laboratorios de tuberculosis de Latinoamérica. Rev Cubana Med Trop. 2007; 59 (2): 82-89.

4. Asamoah BA. Manual de bioseguridad en el laboratorio. 3a ed. Ginebra, Suiza: Organización Mundial de la Salud; 2005.

5. Sequeira MD, Barron L, Balandrano S, Riquelme MC, Velazco M, Garzón TMC et al. Manual para el diagnóstico bacteriológico de la tuberculosis. Normas y Guía Técnica. (I-II) Organización Panamericana de la Salud; 2008.

6. Balandrano CS, Anzaldo FG, Contreras RP, Rosete MCB, Gutiérrez CP, Corella GC. Manual de técnicas de laboratorio para el examen baciloscópico. Centro Nacional de Diagnóstico y Referencia. Secretaría de Salud; 2003. ISBN 975-721-0834.

7. Camacho CR, Espitia PC, Mancilla JR, Segura SE, Castellanos BC. Manual de procedimientos de bioseguridad. Instituto de Investigaciones Biomédicas. Universidad Nacional Autónoma de México; 2012.

8. Miller JM et al. Guidelines for safe work. Practices in human and animal medical diagnostic laboratories. Recommendations of CDC-convened Biosafety Blue Ribbon. Mortality and Morbility Weekly Report. 2012; 61 (1): 1-101.

9. National plan for reliable tuberculosis laboratory services using a systemic approach: recommendations from CDC and the Association of Public Health Laboratories Task Force and Laboratory Tuberculosis Services. 2005; 54 (RR-6): 1-12.

10. Wilson DE, Chotewood LC. Biosafety in microbiological and biomedical laboratories center for disease control and prevention. 2009, HHS. Publication CDC. 21-112.

11. Parsons LM, Somuskovi A, Gutierrez C, Lee E, Paramisauan CN, Abimiki A et al. Laboratory diagnosis of tuberculosis in resource poor countries: challenges and opportunities. Clin Microb Rev 2011; 24 (2): 314-350.

12. Flores AA, Llaca DJM, Ramos PEG. Evaluación de la sensibilidad y especificidad de dos métodos de baciloscopia. Rev Salud Pub y Nutr. 2001; 2 (2).

13. Flores AA, Llaca DJM, Ramos PEG. La baciloscopia y el cultivo en el diagnóstico de la tuberculosis extrapulmonar. Rev Sal Pub y Nutr. 2003; 4 (3).

14. García EG, Carrillo MMG, Pineda GR, González BCR. Detection of Mycobacterium tuberculosis from respiratory samples with the liquid cultic system MB/BacT and verified by PCR. Revista de Investigación Clínica. 2006; 58 (6): 573-579.

15. Centers for Disease Control and Prevention: Treatment of Tuberculosis. American Thoracic Society, CDC and Infectious Disease Society of America, MMWR, 2003; 52 (RR-11): 50-55.

16. Góngora BRA, Castro SCJ, González MP, Guerrero FP, Rodríguez SR, Parra RN et al. Infección por Mycobacterium avium en pacientes con síndrome de inmunodeficiencia adquirida en la Península de Yucatán. Rev Biomed. 1997; 8: 139-147.

17. Cedillos R, González AA, Auvergie C. Coinfección TB/VIH: guía clínica. Versión actualizada. 2010; 1-151. Organización Panamericana de la Salud. Washington DCO.PS. 2010, NML, W.C. 503-505.

18. Cicero R, Olivera H, Hernández JS, Ramírez CE, Escobar GS. Frequency of Mycobacterium bovis as an etiological agent in extrapulmonary tuberculosis in HIV positive and negative Mexican patients. European Journal Clin Micro-Infectol. 2009; 58 (5): 455-460.

19. Pérez GI, Millan SF, Arriaga DL, Romero TC, Escobar ChM. Molecular epidemiology of cattle and human tuberculosis in Mexico. Sal Pub Mex. 2008; 50: 386-391.

20. Hilleman D, Russek GS, Richter E. Evaluation of genotype MTBRD plus assay for rifampicin and isoniazid susceptibility testing of Mycobacterium tuberculosis strains and clinical specimens. J Clin Microb. 2007; 45: 2635-2640.

21. Hilleman D, Russek GS, Richter E. Feasibility of the genotype MTBRDs assay for fluoroquinolone, amikacin, capreomycin and etambutol resistance testing of Mycobacterium tuberculosis strains and clinical specimens. J Clinical Microbiology. 2009; 47: 1767-1772.

22. Hilleman D, Weizenegger M, Kuica T, Richter E, Niemann S. Use of the genotype MTBDR assay for rapid detection of rifampicin and isoniazid resistance in Mycobacterium tuberculosis complex isolates. J Clin Microbiol. 2004; 3: 3699-3703.

23. Getahun H et al. HIV infection associated tuberculosis; the epidemiology and response. Clinical Infectious Diseases. 2010; 52301-5207. doi: 10.1086/65,1492.

24. Bassett IV, Wang TSX, Chatty S, Giddy J, Lasina E, Mazibuko M et al. Intensive tuberculosis screening for hiv infected patients starting antiretroviral therapy in durban, South Africa. Clinical Infectious Diseases. 2010; 51 (7): 823-829.

25. Arias MA, Palomar R, Arias M. Avances en el diagnóstico de la infección tuberculosa latente en pacientes con tratamiento renal sustitutivo. Nefrologia. 2011; 31 (2): 137-141.