medigraphic.com
ISSN 1027-2852 (Digital)
ISSN 0864-4551 (Impreso)

2014, Número 1

<< Anterior Siguiente >>

Biotecnol Apl 2014; 31 (1)


Estabilidad genética de las plantas de banano (Musa spp.) micropropagadas con reguladores del crecimiento no tradicionales

Izquierdo H, González MC, Núñez MC

Idioma: Español
Referencias bibliográficas: 40
Paginas: 18-22
Archivo PDF: 388.00 Kb.


RESUMEN

Las técnicas citogenéticas y de marcadores moleculares (isoenzimas y ADN) son útiles para verificar la estabilidad genética de material obtenido por cultivo in vitro, pues en muchas ocasiones en las plantas micropropagadas brotan regenerantes anormales o variantes somaclonales de las variedades de origen. El objetivo de esta investigación fue evaluar la estabilidad genética de plantas de banano (Musa spp.) clon ‘FHIA-18’ (AAAB) obtenidas in vitro. Se cometieron análisis citogenéticos, isoenzimáticos y técnicas de amplificación aleatoria del ADN polimórfico (RAPD), luego de la fase de aclimatización de plantas propagadas in vitro, con un análogo de brasinoesteroides (Biobras-6-ABr) o una mezcla de oligogalacturónidos, cuyo grado de polimerización estaba entre 9 y 16 (PectimorfmOLG). Como control se emplearon plantas del cultivo in vitro que no tenían ABr ni mOLG; pero que contenían ácido 3-indolbutírico (AIB), ácido 3-indolacético (AIA) o 6-bencilaminopurina (6-BAP), y plantas madre de esta variedad provenientes del campo. También se emplearon dos tratamientos adicionales: en uno, las plantas procedían del cultivo in vitro con el ABr en todas sus fases, y en el otro, se empleó la mOLG. Los resultados mostraron que estos tratamientos no indujeron variabilidad genética en los regenerantes, ya que el número de cromosomas de la especie se mantuvo constante (2n = 4x = 44). Con las isoenzimas se obtuvieron 29 bandas y con los RAPD, 27 bandas; todas monomórficas.


REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)

  1. Zhang S, Lemaux PG. Molecular analysis of in vitro shoot organogenesis. Crit Rev Plant Sci. 2004;23(4):325-35.

  2. Perilli S, Moubayidin L, Sabatini S. The molecular basis of cytokinin function. Curr Opin Plant Biol. 2010;13(1):21-6.

  3. Benková E, Hejátko J. Hormone interactions at the root apical meristem. Plant Mol Biol. 2009;69(4):383-96.

  4. González-García MP, Vilarrasa-Blasi J, Zhiponova M, Divol F, Mora-García S, Russinova E, et al. Brassinosteroids control meristem size by promoting cell cycle progression in Arabidopsis roots. Development. 2011;138(5):849-59.

  5. Creelman RA, Mullet JE. Oligosaccharins, brassinolides, and jasmonates: nontraditional regulators of plant growth, development, and gene expression. Plant Cell. 1997;9(7):1211-23.

  6. Von Arnold S. Somatic embryogenesis. In: George EF, Hall MA, De Klerk GJ, editors. Plant Propagation by Tissue Culture. 3rd Ed. The Netherlands: Kluwer Academic Publishers; 2008. p. 335-54.

  7. Orbović V, Calović M, Viloria Z, Nielsen B, Gmitter FG Jr, Castle WS, et al. Analysis of genetic variability in various tissue culture-derived lemon plant populations using RAPD and flow cytometry. Euphytica. 2008;161(3):329-35.

  8. Riseman A, Chennareddy S. Genotypic variation in the micropropagation of Sri Lankan Exacum hybrids. J Am Soc Hort Sci. 2004;129(5):698-703.

  9. García D, Marrero MT, Cuba M, Núñez M. Efecto cualitativo de análogos de brasinoesteroides como sustitutos hormonales en la callogénesis de café (Coffea canephora variedad Robusta). Cultivos Tropicales. 1997;18(2):44-6.

  10. Montes S, Aldaz JP, Cevallos M, Cabrera JC, López M. Uso del biorregulador Pectimorf en la propagación acelerada del Anthurium cubense. Cultivos Tropicales. 2000;21(3):29-31.

  11. González-Olmedo JL, Córdova A, Aragón CE, Pina D, Rivas M, Rodríguez R. Effect of an analogue of brassinosteroid on FHIA-18 plantlets exposed to thermal stress. InfoMusa. 2005;14(1):18-20.

  12. Jiménez FA, Ramírez D, Agramonte D. Use of Biobras-6 in micropropagation of ‘FHIA-21’. InfoMusa. 2004;13(1):4-6.

  13. Díaz BR, Héctor E, Torres A, Cabañas M, Garcés N, Izquierdo H, et al. Empleo de productos bioactivos cubanos como sustitutos de los reguladores del crecimiento en la propagación del plátano macho (AAB). I. Fase de establecimiento in vitro. Alimentaria. 2004;51(359):103-7.

  14. Högberg KA, Bozhkov PV, Grönroos R, von Arnold S. Critical factors affecting ex vitro performance of somatic embryo plants of Picea abies. Scand J Forest Res. 2001;16(4):295-304.

  15. Aragón CE, Escalona M, Capote I, Pina D, Cejas I, et al. Photosynthesis and carbon metabolism in plantain (Musa AAB) growing in temporary immersion bioreactor (TIB) and during ex vitro acclimatization. In Vitro Cell Dev Biol Plant. 2005;41(4):550-4.

  16. Bajguz A, Hayat S. Effects of brassinosteroids on the plant responses to environmental stresses. Plant Physiol Biochem. 2009;47(1):1-8.

  17. Xiqués X. Caracterización citogenética de la variabilidad en plantas. In: Cornide MT, editor. Marcadores Moleculares. Nuevos horizontes en la genética y selección de las plantas. La Habana: Editorial Félix Varela; 2002. p. 67-91.

  18. Lara RM, Florido M, Plana D, Moré O, González ME, Álvarez M, et al. Isoenzymatic analisys for detecting in vitro variability and/or stability of economically important crops. Cultivos Tropicales. 2003;24(3):39-47.

  19. Martín KP, Pachathundikandi SK, Zhang CL, Slater A, Madassery J. RAPD analysis of a variant of banana (Musa sp.) cv. ‘Grande naine’ and its propagation via shoot tip culture. In Vitro Cell Dev Biol Plant. 2006;42(2):188-92.

  20. Venkatachalam L, Sreedhar RV, Bhagyalakshmi N. Genetic analyses of micropropagated and regenerated plantlets of banana as assessed by RAPD and ISSR markers. In Vitro Cell Dev Biol Plant. 2007; 43(3):267-74.

  21. Hernández RM, Lara RM, Diosdado E, Cabrera JC, González C, Valdés M, et al. Evaluación de la actividad del Pectimorf en la embriogénesis somática de la mandarina ‘Cleopatra’ (Citrus reshni Hort. ex Tan.) mediante marcadores isoenzimáticos. Cultivos Tropicales. 2007;28(4):25-31.

  22. González O, Fernández A, Fraga Y, Pino B, Hernández MM, Silva JJ. Evaluación de la estabilidad genética mediante marcadores RAPD en plantas de Ipomoea batatas. Cultivos Tropicales. 2007;28(2): 39-43.

  23. Santos MD, Buso GC, Torres AC. Evaluation of genetic variability in micropropagated propagules of ornamental pineapple (Ananas comosus var. ‘Bracteatus’ (Lindley) Coppens and Leal] using RAPD markers. Gen Mol Res. 2008;7(4):1097-105.

  24. Murashige T, Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol Plant. 1962;15(3):473-97.

  25. Román MI, Rodríguez Nodals A. Estudios citogenéticos e implicaciones taxonómicas en ocho cultivares de plátano (Musa spp.). Cienc Téc Agric Viandas Tropicales. 1986;7(1):7-14.

  26. Román MI. Estudio de la diversidad genética en accesiones de bananos y plátanos (Musa spp.) en Cuba. Tesis presentada en opción al Título de Doctor en Ciencias Biológicas [dissertation]. La Habana: Facultad de Biología, Universidad de La Habana; 2004.

  27. Ornstein L. Disc electrophoresis I. Background and Theory. Ann NY Acad Sci. 1964;121:321-49.

  28. Brewer GJ, Singh CF. An introduction to isoenzyme techniques. New York: Academic Press; 1970.

  29. González C, González JA. Estudio de patrones para la lima Persa III. Caracterización isoenzimática. Rev Cienc Técnica Agric. 1981;4(2):102-8.

  30. Iglesias L. Estudio de la variabilidad morfoagronómica-bioquímica en soya (Glycine max Merrill). [dissertation]. Tesis de Doctorado. La Habana: Universidad Agraria de La Habana Fructuoso Rodríguez; 1986.

  31. Guedes MEM, Rodríguez CJ Jr. Disc electrophoresis patterns of phenoloxidase from leaves of coffee cultivars. Portugaliae Acta Biol Serie A. 1974;13:169-78.

  32. Dellaporta SL, Wood J, Hicks JB. A plant DNA minipreparation: Version II. Plant Mol Biol Rep. 1983;1(4):19-21.

  33. Zambrano AY, Martínez G, Gutiérrez Z, Manzanilla E, Vicente-Villardón JL, Demey JR. Marcador RAPD asociado a la resistencia a Fusarium oxysporum en Musa. Interciencia. 2007;32(11):775-9.

  34. Srangsam A, Kanchanapoom K. Establishment of in vitro culture of Musa AA group ‘Kluai Sa’ and Musa AA group ‘Kluai Leb Mue Nang’ and the analysis of ploidy stability. ScienceAsia. 2007;33(4): 437-42.

  35. Hao YJ, Deng XX. Cytological and molecular evaluation of strawberry plants recovered from in vitro conservation by slow-growth. J Hort Sci Biotechnol. 2005; 80(5):588-92.

  36. Bublyk EN, Adonin VI, Kunakh VA. Cytogenetic variability of cell lines of Ungernia victoris grown on nutrient media of different compositions. Cytol Genet. 2008;42(1):23-9.

  37. Zaffari GR, Peres LEP, Suzuki RM, Kerbauy GB. Plantas micropropagadas anormales de bananos: niveles endógenos de auxina, citoquininas e IAA-oxidasa. MusaRama. 2001;14(2):12.

  38. Harirah AA, Khalid N. Direct regeneration and RAPD Assessment of male inflorescence derived plants of Musa acuminata cv. Berangan. Asia Pac J Mol Biol Biotechnol. 2006;14(1):11-7.

  39. Mallón R, Rodríguez-Oubiña J, González ML. In vitro propagation of the endangered plant Centaurea ultreiae: assessment of genetic stability by cytological studies, flow cytometry and RAPD analysis. Plant Cell Tiss Organ Cult. 2010; 101(1):31-9.

  40. Tiwari KL, Jadhav SK, Kumar A. Random amplified polymorphic DNA (RAPD) molecular marker based genetic relationship study of medicinal plants collected from tribal region of Chhattisgarh, India. Res J Biotech. 2011;6(3):63-6.




2020     |     www.medigraphic.com