Avello LM, Bittner BM, Becerra AJ

Idioma: Español
Referencias bibliográficas: 30
Paginas: 247-257
Archivo PDF: 80.42 Kb.

RESUMEN

Introducción: Ugni molinae Turcz., Ugni candollei (Barnéoud) O. Berg y Ugni selkirkiii (Hook. & Arn.) Berg son arbustos que se distribuyen en el centro-sur de Chile, incluido el archipiélago de Juan Fernández. Dada su similitud morfológica parece que estas especies están estrechamente relacionadas, por lo tanto, podrían compartir compuestos químicos similares, como sustancias de tipo fenólico y del tipo terpénico, con reconocida actividad antimicrobiana, los que han sido identificados en Ugni molinae, la especie con mayor distribución en Chile.
Objetivo: evaluar la composición química y la actividad antibacteriana de los extractos de las especies chilenas del género Ugni, y determinar si existen variaciones entre poblaciones que están creciendo separadas geográficamente y en diferentes hábitats, como en Chile continental y el archipiélago de Juan Fernández.
Métodos: se determinó el contenido y la composición de compuestos químicos por métodos espectrofotométricos en extractos obtenidos con solventes de polaridad creciente. La actividad antibacteriana se evaluó a través de inclusión en agar tripticasa frente a Pseudomonas aeruginosa, Staphyloccoccus aureus y Enterobacter aerogenes.
Resultados: Ugni candollei y Ugni selkirkiii presentan la mayor concentración de fenoles, flavonoides y taninos totales. Con respecto a las poblaciones de Ugni molinae, la población del archipiélago de Juan Fernández presentó la mayor concentración de compuestos fenólicos y saponinas totales. Si bien existe una tendencia en la actividad antibacteriana en los extractos metanólicos, que se correlaciona con la composición química, no se consideran grandes diferencias entre estas.
Conclusiones: dado que Ugni molinae comparte características morfológicas con otras especies del género que crecen en Chile, Ugni candollei y Ugni selkirkiii, también comparte características químicas. Con respecto a las poblaciones de Ugni molinae, se observan diferencias en el contenido de compuestos fenólicos y saponinas totales, quizá por las características de hábitat donde estas especies y poblaciones están creciendo. La mezcla activa de los extractos metanólicos de especies del género Ugni y las poblaciones de Ugni molinae, llamada fitocomplejo, concentra las acciones antimicrobianas para las familias de componentes descritas, sin observarse grandes diferencias entre estas.

REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)

1. Mabberley DJ. The plant book. England: Cambridge University Press; 1997. p. 80.

2. Aguirre MC, Delporte C, Backhouse N, Erazo S, Letelier ME, Cassels BK, et al. Topical anti-inflammatory activity of 2 á-hydroxy pentacyclic triterpene acids from the leaves of Ugni molinae. Biorganic Medicinal Chemistry. 2006;14:5673-7.

3. Rubilar M, Pinelo M, Ihl M, Scheuermann E, Sineiro J, Nuñez MJ. Murta leaves (Ugni molinae Turcz.) as a source of antioxidant polyphenols. J Agricultural Food Chemistry. 2006;54:59-64.

4. Delporte C, Backhouse N, Inostroza V, Aguirre MC, Peredo N, Silva X, et al. Analgesic activity of Ugni molinae (murtilla) in mice models of acute pain. J Ethnopharmacol. 2007;112:162-5.

5. Rubilar M, Jara C, Poo Y, Acevedo F, Gutierrez C, Sineiro J, et al. Extracts of Maqui (Aristotelia chilensis) and Murta (Ugni molinae Turcz): sources of antioxidant compounds and ß-glucosidase/-ß-amylase inhibitors. J Agricultural Food Chemistry. 2011;59:1630-7.

6. Avello M, Valdivia R, Mondaca MA, Ordóñez JL, Bittner M, Becerra J. Actividad de Ugni molinae Turcz. frente a microorganismos de importancia clínica. Boletín Latinoamericano y del Caribe de Plantas Medicinales. 2009;8(2):141-4.

7. Avello M, Valdivia R, Sanzana R, Mondaca MA, Mennickent S, Aeschlimann V, et al. Extractos a partir de berries nativos para su uso como preservantes naturales en productos cosméticos. Boletín Latinoamericano y del Caribe de Plantas Medicinales. 2009;8(6):479-86.

8. Oh M, Trick H, Rajashekar C. Secondary metabolism and antioxidants are involved in environmental adaptation and stress tolerance in lettuce. J Plant Physiology. 2009;166:180-91.

9. Charudattan R, Dinoor A. Biological control of weeds using plant pathogens: accomplishments and limitations. Crop Protection. 2000;19:691-5.

10. Velioglu Y, Mazza G, Gao L, Oomah B. Antioxidant activity and total phenolics in selected fruits, vegetables and grain products. J Agricultural Food Chemistry. 1998;46:4113-7.

11. Salamanca G, Correa I, Principal J. Perfil de flavonoides e índices de oxidación de algunos propóleos colombianos. Zootecnia Tropical. 2007;(25)2:95-102.

12. Lastra H, Rodríguez E, Ponce H, González ML. Método analítico para la cuantificación de taninos en el extracto acuoso de romerillo. Rev Cubana Plant Med. 2000;5(1):17-22.

13. Hideaki O, Shigeo K, Shoji S. Separation and determination of saponins of bupleuri radix by droplet counter current chromatography CDCC. Planta Medica. 1978;33:152-9.

14. Liu D, Kwasniewska K, Chau Y, Dutkta B. A tour-hour agar plate for rapid toxicity assessment of water-soluble and water-insoluble chemical. Environmental Toxicology Waters Quality. 1991;6:437-44.

15. Alberto M, Rinsdahl M, Manca M. Antimicrobial effect of polyphenols from apple skins on human bacterial pathogens. Environmental Biotechnol J. 2006;9(3):1-5.

16. Shan B, Cai Y, Brooks J, Corke H. The in vitro antibacterial activity of dietary spice and medicinal herb extracts. International J Food Microbiology. 2007;117(1):112-9.

17. Rodríguez M, Tomassini L, Manca M, Strasser A. Antioxidant capacity and antibacterial activity of phenolic compounds from Argentinean herbs infusions. Food Control. 2009;21(5):779-85.

18. Treutter D. Significance of flavonoids in plant resistance and enhancement of their biosynthesis. Plant Biology. 2005;7:581-91.

19. Wu JY, Wong K, Ho KP, Zhou LG. Enhancement of saponin production in Panax ginseng cell culture by osmotic stress and nutrient feeding. Enzyme Microbial Technology. 2005;36:133-8.

20. Harbaum-Piayda B, Walter B, Bengtsson G, Hubbermann EM, Bilger W, Schwarz K. Influence of pre-harvest UV-B irradiation and normal or controlled atmosphere storage on flavonoid and hydroxycinnamic acid contents of pak choi (Brassica campestris L. spp. chinensis var. communis). Postharvest Biology Technology. 2010;56:202-8.

21. Kovacik J, Klejdus B, Backor M, Repcak M. Phenylalanine ammonia-lyase activity and phenolic compounds accumulation in nitrogen-deficient Matricaria chamomilla leaf rosettes. Plant Science. 2007;172:393-9.

22. Giorgi A, Mingozzi M, Madeo M, Speranza G, Cocucci M. Effect of nitrogen starvation on the phenolic metabolism and antioxidant properties of yarrow (Achillea collina Becker ex Rchb.). Food Chemistry. 2009;114:204-11.

23. Waniska RD. Structure, phenolic compounds and antifungal proteins of Sorghum caryotipes. In: Chandrashekar A, Bandyopadhyay R, Hall AJ, editors. Proceedings of International Consultation. India: ICRISTAT; 2000. p. 72.

24. Vivanco J, Cosio E, Loyola V, Flores H. Mecanismos químicos de defensa en las plantas. Investigación y Ciencia. 2005;341:68-75.

25. Davies K, Schwinn K. Molecular biology and biotechnology of flavonoid biosynthesis. In: Flavonoids Chemistry, Biochemistry and Applications. USA: Taylor & Francis Group. LLC.; 2006. p. 1151-2..

26. Vermerris W, Nicholson R. Phenolic compound biochemistry. The Netherlands: Springer-Dordrecht; 2006. p.1-285.

27. Larcher W. Physiological plant ecology. Austria: Springer-Verlag; 2003. p. 1-517.

28. Barbehenn R, Constabel C. Tannins in plant-herbivore interactions. Phytochemistry. 2011;72:1551-65.

29. McArt SH, Spalinger DE, Collins WB, Schoen ER, Stevenson T, Bucho M. Summer dietary nitrogen availability as a potential bottom-up constraint on moose in south-central Alaska. Ecology. 2009;90:1400-11.

30. Augustin J, Kuzina V, Andersen S, Bak S. Molecular activities, biosynthesis and evolution of triterpenoid saponins. Phytochemistry. 2011;72:435-57.