medigraphic.com
ISSN 1027-2852 (Digital)
ISSN 0864-4551 (Impreso)

2012, Número 2

<< Anterior Siguiente >>

Biotecnol Apl 2012; 29 (2)


Generación de dos anticuerpos policlonales para la detección mediante western blot de virus de la hepatitis A en plantas

Hernández A, Gonzalez A, López A, Rosabal Y, Ceballo Y, Soto J, Enríquez G

Idioma: Ingles.
Referencias bibliográficas: 20
Paginas: 102-107
Archivo PDF: 249.93 Kb.


RESUMEN

Para detectar las proteínas del virus de la hepatitis A en sistemas recombinantes se requiere de anticuerpos de calidad. Siguiendo estos objetivos la secuencia de ADNc que codifica para dos proteínas estructurales del virus de la hepatitis A, VP2 y VP3 se clonaron en el vector de expresión en Escherichia coli pTrc His resultando los plásmidos pTrcHisVP2 y pTrcHisVP3. Las células recombinantes portadoras de ambas construcciones fueron crecidas en medio líquido y después de la inducción con IPTG se detectaron ambas proteínas de 34 kDa y 24 kDa mediante SDS-PAGE. Las proteínas recombinantes VP2 y VP3 que contenían el tallo de histidina fueron purificadas en condiciones desnaturalizantes mediante cromatografía de afinidad a iones metálicos rindiendo 8 y 10 mg por 300 mL de cultivo respectivamente. La inmunización de conejos con las proteínas purificadas permitió la obtención de anticuerpos policlonales que permitieron la detección de las proteínas estructurales del virus de la hepatitis A en ensayos de western blot. De acuerdo a estos resultados los antisueros obtenidos pudieran ser útiles en el seguimiento en la producción de proteínas del virus de la hepatitis A en plantas transgénicas, donde una posible expresión de las proteínas del VHA superiores al 0.25% de las proteínas totales solubles podrían ser detectadas con estos sueros policlonales mediante ensayos de western blot.


REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)

  1. Gust ID, Coulepis AG, Feinstone SM, Locarnini SA, Moritsugu Y, Najera R, et al. Taxonomic classification of hepatitis A virus. Intervirology. 1983;20(1):1-7.

  2. Harmon SA, Updike W, Jia XY, Summers DF, Ehrenfeld E. Polyprotein processing in cis and in trans by hepatitis A virus 3C protease cloned and expressed in Escherichia coli. J Virol. 1992;66(9):5242-7.

  3. Dzagurov GK, Kusov I, Gauss-Mueller V. Expression of hepatitis A virus procapsids in the insect cells infected by recombinant baculovirus. Vopr Virusol 2003;48(3): 36-40.

  4. Yao GFLC, Jiming RLZ. Expression of Hepatitis A virus proteins by recombinant vaccinia virus [J]. Chinese J Virol. 1989;4. Available from: http://en.cnki.com.cn/Article_en/CJFDTOTAL-BDXB198904000.htm

  5. López A, Rosabal Y, Hernández A, González B, Ríos J, Pérez M, et al. Expression of the Hepatitis A virus empty capsids in suspension cells and transgenic tobacco plants (Nicotiana tabacum L.). Biotecnol Apl 2008;25(1):42-6.

  6. National Research Council. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th Edition. Washington, DC: The National Academies Press; 2011.

  7. Chung HY, Lee HH, Kim KI, Chung HY, Hwang-Bo J, Park JH, et al. Expression of a recombinant chimeric protein of hepatitis A virus VP1-Fc using a replicating vector based on Beet curly top virus in tobacco leaves and its immunogenicity in mice. Plant Cell Rep. 2011; 30(8):1513-21.

  8. Dawson GJ, Decker RH, Norton DK, Bryce WH, Whittington RO, Tribby, II, et al. Monoclonal antibodies to hepatitis A virus. J Med Virol 1984;14(1):1-8.

  9. Schofield DJ, Emerson SU, Purcell RH. Four chimpanzee monoclonal antibodies that neutralize hepatitis A virus. Drugs Fut 2003;28(2):137-42.

  10. Lipman NS, Jackson LR, Trudel LJ, Weis-Garcia F. Monoclonal versus polyclonal antibodies: distinguishing characteristics, applications, and information resources. ILAR J. 2005;46(3):258-68.

  11. Lu L, Cheng A, Wang M, Jiang J, Zhu D, Jia R, et al. Polyclonal antibody against the DPV UL46M protein can be a diagnostic candidate. Virol J 2010;7:83.

  12. Grifantini R, Pagani M, Pierleoni A, Grandi A, Parri M, Campagnoli S, et al. A novel polyclonal antibody library for expression profiling of poorly characterized, membrane and secreted human proteins. J Proteomics. 2011;75(2):532-47.

  13. Burgess RR. Refolding solubilized inclusion body proteins. Methods Enzymol. 2009;463:259-82.

  14. Jang TH, Park HH. Generalized semi-refolding methods for purification of the functional death domain superfamily. J Biotechnol. 2011;151(4):335-42.

  15. Zhang Y, Ma Y, Yang M, Min S, Yao J, Zhu L. Expression, purification, and refolding of a recombinant human bone morphogenetic protein 2 in vitro. Protein Expr Purif. 2011;75(2):155-60.

  16. Johnston JM, Harmon SA, Binn LN, Richards OC, Ehrenfeld E, Summers DF. Antigenic and immunogenic properties of a hepatitis A virus capsid protein expressed in Escherichia coli. J Infect Dis. 1988; 157(6):1203-11.

  17. Gauss-Muller V, Zhou MQ, von der Helm K, Deinhardt F. Recombinant proteins VP1 and VP3 of hepatitis A virus prime for neutralizing response. J Med Virol. 1990; 31(4):277-83.

  18. Gauss-Muller V, Lottspeich F, Deinhardt F. Characterization of hepatitis A virus structural proteins. Virology 1986; 155(2):732-6.

  19. Ross BC, Anderson DA. Characterization of hepatitis A virus capsid proteins with antisera raised to recombinant antigens. J Virol Methods. 1991;32(2-3):213-20.

  20. Tiwari S, Verma PC, Singh PK, Tuli R. Plants as bioreactors for the production of vaccine antigens. Biotechnology Advances. 2009;27(4):449-67.




2020     |     www.medigraphic.com