2011, Número 4
<< Anterior Siguiente >>
Rev Mex Patol Clin Med Lab 2011; 58 (4)
Onicomicosis: agente causal, correlación clínica y sensibilidad a alilamínicos e imidazólicos. Comparación de dos metodologías
Vélez GA, Vélez GB
Idioma: Español
Referencias bibliográficas: 78
Paginas: 204-214
Archivo PDF: 96.19 Kb.
RESUMEN
Introducción: El diagnóstico definitivo en pacientes con sospecha clínica de onicomicosis se realiza con KOH y microcultivo y se instituye el perfil de sensibilidad a antifúngicos como alilamínicos e imidazólicos.
Objetivo: Determinar la prevalencia general de onicomicosis y agente causal en pacientes con sospecha clínica de enfermedad para confirmar diagnóstico y perfil de identificación de sensibilidad a derivados alilamínicos e imidazólicos.
Material y métodos: Estudio epidemiológico, analítico, transversal que incluyó pacientes con sospecha diagnóstica de onicomicosis atendidos en la Consulta Externa de Dermatología del Hospital Carlos Andrade Marín, transferidos al Laboratorio de Micología para toma de muestra y aplicación de algoritmo de estudio y fungigrama con metodología manual y automatizada (MicroScan). Los resultados fueron registrados en un formulario específico para determinar diagnóstico definitivo y perfil de sensibilidad.
Resultados: Fueron incluidos 174 pacientes con edad promedio de 58.6 ± 15.9 años; 55.7% de los casos correspondieron a mujeres. Se determinó la evolución de lesión ungueal en 56.6 meses y recidiva de 78.7%. Se identificaron factores de riesgo (tipo de calzado, uso de calcetines y exposición laboral a la humedad) y características clínicas: grosor aumentado (83.9%), color amarillo (39.7%), distrofia ungueal (78.2%), onicólisis (82.2%), paroniquia (6.3%) y pulvulurencia (27%). La selección terapéutica incluyó: Imidazólicos (61.2%), alilaminas (37.6%) o ninguna opción (1.2%). A todos los pacientes se les practicó toma de muestra y KOH,100% resultaron positivos, predominando 37.6% de levaduriformes. Se aplicó microcultivo y se encontró: dermatófitos 9.5%, dematiáceos 10.3%, levaduriformes 43.8% y mohos contaminantes 23.6%; y MicroScan para levaduriformes. La sensibilidad general fue 98.15, especificidad 62,5% y valores predictivo positivo 77.4% y negativo 92.6%. La prevalencia del microcultivo fue 87% y el MicroScan dio resultados positivo de 98.1% y negativo de 93.8%. El perfil de sensibilidad de terbinafina fue 60% para dermatófitos y fluconazol 50-70% para levaduriformes. La correlación clínica entre selección terapéutica y sospecha clínica muestra aserción diagnóstica y tratamiento efectuado; pero el diagnóstico clínico dermatológico requiere soporte de técnicas de KOH y cultivo para establecer efectividad y pronóstico de tratamiento.
Conclusiones: La prevalencia de onicomicosis es 87.2% (IC
95% 82.9-91.4). Los agentes patógenos fueron: Levaduriformes (49.3%);
Penicillium (22.7%) y dermatófitos (10.9%). El microcultivo continúa siendo específico para identificar microorganismos micóticos, contrastando con el MicroScan que es útil como complemento diagnóstico, prueba de ello es que 98% fue positivo en las cepas aisladas.
REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)
Álvarez MI, González LA, Castro LA. Onychomycosis in Cali, Colombia. Mycopathologia 2004; 158: 181-186.
Arango M, Castañeda E. Micosis Humanas, Procedimientos diagnósticos, Exámenes Directos. 2a ed. Bogotá: Quebecor Word; 2003. 3: 34-47, 8: 102-105.
Arenas R. Micología. 2a ed. México: Interamericana; 2003.
Arenas R, Osejo D. Onicomicosis: frecuencia actual en un departamento de dermatología de la Ciudad de México. Rev Mex Dermatol 1997; 41 (5): 171-175.
Hainer BL. Dermatophyte infections. Am Fam Phys 2003; 67 (1).
Bolognia J et al. Dermatología. Madrid, España: 2004. p. 1023-1028, 1070-1073, 1175-1184.
Cantón E. Estado de las pruebas de sensibilidad in vitro para levaduras y hongos filamentosos. Esquemas del NCCLS y el EUCAST. Interpretación de los resultados.
Carrillo A. Antifúngicos tópicos en micosis superficiales, Revisiones Clínicas y estudios terapéuticos. Actualidad Dermatológica. Barcelona, España: 361-372. http://es.wikimedia.org/wiki/C%c3%B3digo_ATC.
Carrillo AJ, Torres JM, Mandrenys N, Gallach C. Actividad in vitro del flutrimazol y cotrimazol frente a Candida, hongos, dermatofitos y mohos oportunistas. Actualidad Dermatológica, 353-356. http://es.wikimedia.org/wiki/C%c3%B3dipo_ATC_D.
Catalán M, Montejo JC. Antifúngicos sistémicos, farmacodinamia y farmacocinética. Rev Ibero Micol 2006; 23: 39-49.
Davise HL. Medically important fungi a guide to identification. Harper & Row Publishers; 1939. p. 35-40, 83-98, 115-122.
De Bedout C, Tabares A, Restrepo A et al. Especies de Candida aisladas de lesiones ungueales y su sensibilidad in vitro al fluconazol (1999-2001). Rev A Col Dermatol 2003; 11: 325-31.
De Vroey C, Desmet P, Mukamurangwa ZQ, Li P et al. Further studies on the in vitro antifungal activity of amorolfine. Mycoses 1996; 36: 41-44.
DIFCO. Manual de Bacteriología (Recopilación de Técnicas). Madrid, España: Gráficas Mirasa; 1978. p. 231-260.
Elewski BE. Onychomycosis: pathogenesis, diagnosis and management. Clin Microbiol Rev 1997; 11: 415-429.
Escobar ML. Carmona-Fonseca J. Onicomicosis por hongos ambientales no dermatofitos. Rev Iberoam Micol 2003; 20: 6-10.
Faergemann J, Baran R. Epidemiology, clinical presentation and diagnosis of onychomycosis. Br J Dermatol 2003; 149 (suppl 65): 1-4.
Fernández B. Sensibilidad antifúngica de los dermatofitos, Tesis Doctoral. Unidad de Microbiología. Departament de Ciéncies Mediques Básiques. Facultat de Medicina y Ciéncies de la Salute. Universitat Rovira i Virgili Reus, España 2005; 1-164. http://66.102.1.104/scholar?hl = en&lr = &q = cache:K22dQS_ADEgJ:www.tdx.cbuc.es/TESIS...
Gupta AK, Jain HC, Lynde CW et al. Prevalence and epidemiology of onychomycosis in visiting physicians’ offices: A multicenter Canadian survey of 15,000 patients. J AM Acad Dermatol 2000; 43: 244-248.
Gupta AK, Ryder JE, Summerbell RC. The diagnosis of nondermatophyte mold onycchomycosis. Int J Dermatol 2003; 42: 272-273.
Haneke E Roseeuw D. The scope of onychomycosis: Epidemiology and clinical features. I J Dermatol 1999; 38 (suppl 2): 7-12.
Hoog GS, Guarro J, Figueras MJ, Gene J. Atlas of Clinical Fungi. 2nd ed. Utrecht, Holanda: CBS; 2000.
Jain S, Sehgal VN. Onychomycosis: An epidemio-etiologic perspective. Int J Dermatol 2000; 39: 100-103.
Castellsague J, García-Rodriguez LA, Duque A, Perez S. Risk of serious skin disorders among users of oral antifungals: A population-based study -BMC-Dermatology 2002; 2: 14.
Cantón LE, Martin EM, Espinel A. Pruebas estandarizadas para el estudio de Ia sensibilidad a los antifúngicos. Rev Iberoam Micol 2001; 84: 607, 3050-3056.
Lacaz CS, Porto E, Martins, JEC, Heins-Vaccari EM, Melo NT. Tratado de Micologia Médica. 9a ed. São Paulo: Sarvier; 2002.
Linares M, Solis F. Identificación de levaduras. Rev Ibe Micol 2006; 11: 1-18.
Made Behring. Panel para identificacion rápida de levaduras. Manual de Utilización; 2005. p. 1-3.
Martin E, Cantón E, Espinel A. Otros métodos para el estudio de Ia sensibilidad a los antifúngicos. Rev Iber Micol 2006; 84: 607-3050-6.
Mendes-Giannini MJ, Melhem MSC. Fungos. In: Ferreira AW, Ávila SLM. Diagnóstico Laboratorial das Principais Doenças Infecciosas e Auto-Imunes. 2a ed. Rio de Janeiro: Guanabara-Koogan; 2001.
Microbiology. Manual Merck; 2000.
Minami PS. Micologia: Métodos Laboratoriais de Diagnóstico das Micoses. São Paulo: Ed Manole Ltda; 2003.
Padilla MC, Bengoa B. Onicomicosis por mohos. Rev Mex Dermatol 2004; 48: 237-241.
Pernán JE. Martin E, Rubio R. Guía práctica de identificación y diagnóstico en micología clínica. Nuevos antifúngicos: Equinocandinas. Rev Ibe Micol 2001.
Pontón J, García M, López R. Diagnóstico basado en métodos independientes del cultivo. Rev Iber Micol 2006: 84-607-3050-6.
Rezusta A et al, Fundamentos básicos para el diagnóstico micológico. Rev Iber Micol; p. 1-19.
Rodriguez J. Micología Médica. ICAAC; 2004. p. 3-11, 40-57, 64.
Tapia C, González P, Pereira A et al. Susceptibilidad antifúngica de Candida albicans recuperadas de pacientes con SIDA y candidiasis orofaríngea y esofágica. Experiencia con Etest. Rev Med Chile 2003; 131: 515-519.
Ulloa M, Díaz M, Silva V, Cruz M. Manual de Diagnóstico Microbiológico, Universidad de Chile, Facultad de Medicina, ICBM. Programa de Microbiología, Micología; 2002. p. 99-137.
Williams HC. The epidemiology of onychomycosis in Britain. Br J Dermat 1993; 129: 101-109.
Zuluaga A, Bedoutb C, Tabares A et al. Comportamiento de los agentes etiológicos de las onicomicosis en un laboratorio de micología de referencia (Medellín 1994-2003). Ver Med Cutan Ibero Latinoam 2005; 33 (6): 251-256.
Zuluaga A, Tabares A M, Arango M et al. Importancia creciente de los géneros Fusarium y Scytalidium como agentes de onicomicosis. Rev Asoc Col Dermat 2001; 9: 593-599.
Salas I. Revista del Colegio Microbiólogos y Químicos de Costa Rica 2005; II (5).
Berger T et al. Onicomicosis. Nuevas Terapéuticas Vol 10 (4): 18 a 27.
Llambrich A, Lecha M. Tratamiento actual de las onicomicosis. Rev Iberoam Micol 2002; 19: 127-129.
Balleste R, Mousques N, Gezuele-Onicomicosis E. Revisión del tema. Rev Med Urug 2003; 19: 93-106.
Córdoba S. Actualización-onicomicosis: Diagnóstico y manejo terapéutico. Nueva Dermis Revista 2006; 4.
Marcano-Onicomicosis C. Cap 63.
Sampaio S, Rivitti E. Dermatología. 2a ed. Edit Artes Médicas: 2001; 42: 523-525.
Llambrich A, Lecha M. Tratamiento actual de las onicomicosis. Rev Iberoam Micol 2002; 19: 127-129.
Campbell AW, Anyanwu EC, Moran M. Evaluation of the drugs treatment and persistencie of anicomycosis. Scientific Wordl J 2004; 31: 760-777.
Bokhari MA, Hussain I, Jahangir M, Haroon TS, Aman S. Onychomycosis in Lahore, Pakistan. Inter J Dermatol 1999; 38: 591-595.
Gianni C, Cerri A, Crosti C. Non dermatophic onychomycosis. An understimated entity? A study of 51 cases. Mycoses 2000; 43: 29-33.
Sierra X. Micosis ungueales: Onicomicosis por dermatofitos. Actualidad dermatológica.
Svejgaard EL, Nilsson J. Onychomycosis in Denmard: Prevalence of fungal nail infection in general practice. Mycoses 2004; 47: 131-135.
Rodríguez-Tudela JL, Cuenca-EstrellaM, Mellado E, Monzón A. Presente y futuro de la micología médica. Enferm Infecc Microbiol Clin 2003; 21 (supl 2): 75-80.
Llambrich A, Lecha M. Tratamiento actual de las onicomicosis. Rev Iberoam Micol 2002; 19: 127-129.
Infecciones Fúngicas Superficiales. http://www.uv.es/derma/CLindex/CLdermatoofit/CLdermatofit.html (Accesada: 17/08/2009).
Del Vecchio J. Tratamiento actual de la onicomicosis. http://www.intermedicina.com/Avances/Clinica/ACL30.htm (Accesada: 17/08/2009).
Rosiris J, Cermeño V, Torres-Rodríguez JM. Sensibilidad de hongos miceliares dematiáceos a diez antifúngicos empleando un método de difusión en agar. Rev Iberoam Micol 2001; 18: 113-117.
Cuenca EM, Gadea GI, Martín ME, Pemán GJ, Pontón J, Rodríguez TJL. Procedimientos en microbiología clínica. Diagnóstico microbiológico y de la micosis y estudios de sensibilidad a los Antifúngicos; 2006.
Larruskain GJ. Onicomicosis: Diagnóstico y Tratamiento. IT del Sistema Nacional de Salud. Volumen 32, No 3/2008.
Ellis DH, Watson AB, Marley JE, Krajden S. Non dermatophytes in onychomycosis of the Toenails. Br J Dermatol 1997; 136-490-3.
Mellado E, Cuenca M, Rodríguez TJL. Importancia clínica de los mecanismos de resistencia de los hongos filamentosos a los antifúngicos.
Rojas OC. Método de microdilución para estudios de sensibilidad in vitro en hongos filamentosos. Sociedad Venezolana de Microbiología. Capítulo Sucre XXIX Jornadas Venezolanas de Microbiología “Dr. Vidal Rodríguez Lemoine”. Cumaná, 9 al 11 de Noviembre de 2005.
Rodríguez-Tudela JL et al. Presente y futuro de la micología médica. Enferm Infecc Microbiol Clin 2003; 21 (supl 2): 75-80.
Rosiris J, Cermeño V, Torres-Rodríguez JM. Sensibilidad de hongos miceliares dematiáceos a diez antifúngicos empleando un método de difusión en agar. Rev Iberoam Micol 2001; 18: 113-117.
Mellado E et al. Importancia clínica de los mecanismos de resistencia de los hongos filamentosos a los antifúngicos. Puesta al día en Métodos Microbiológicos para el Diagnóstico Clínico; Cap 7. p. 50.
Murray PR, Pfaller MA. Sensibilidad y resistencia de la terbinafina. Microbiología Médica; 733-775.
Ryder N, Wagner S, Leitner I. In vitro activities of terbinafine against coetaneous isolates of Candida albicans and other pathogenic yeasts. Antimicrobial Agents Chemother 1998; 1057-1061.
Bête da Silva Barros ME, de Asis Santos E, Soares HJ. Evaluation of susceptibility of Trichophyton mentagrophytes and Trichophyton rubrum Clinical isolates to antifungal drugs using a modified CLSI micro dilution method (M38-A). J Med Microbiol 2007; 56: 514-518.
Rogers K. Antifungal susceptibility of non-albicans Candida species causing fingernail onychomycosis. J New Zealand Med Assoc 2004; 117 (1201).
Chanussot C, Arenas R. Infección micótica plantar e interdigital en pacientes con onicomicosis. Rev Iberoam Micol 2007; 24: 118-121.
Rugeles MJ, Librado J, Jaramillo E, Orozco B, Estrada S, Ospina S. Etiología y características clínicas de la onicomicosis en un grupo de pacientes inmunodeprimidos. Rev Infect 7-13.
Amalia del Palacio, Margarita Garau y María Soledad Cuétara-Tratamiento actual de las Dermatofitosis-Rev. Iberoam. Micol. 2008, 19, 68-71.
Vásquez del Mercado E, Arenas R. Onicomicosis en niños. Estudio retrospectivo de 233 casos mexicanos. Gac Med Mex 2008; 144 (1).
Fuentes RD. Epidemiología y diagnóstico clínico-etiológico de onicomicosis en un centro médico universitario (Junio 97-Mayo 99). Dermatología Peruana 2000; 10 (1).
Onicomicosis. Causas y Tratamientos. http://www.editum.org/autor- = -.htlm