medigraphic.com

2008, Número 1

<< Anterior Siguiente >>

Vet Mex 2008; 39 (1)


Regeneración del nervio ciático axotomizado del perro con prótesis de quitosana precargadas con pregnenolona y la técnica de tubulización

Rosales-Cortés M, Peregrina-Sandoval J, Hernández-Mercado J, Nolasco-Rodríguez G, Chávez-Delgado ME, Gómez-Pinedo U, Albarrán-Rodríguez E

Idioma: Español/Inglés
Referencias bibliográficas: 51
Paginas: 55-66
Archivo PDF: 607.18 Kb.


RESUMEN

Los nervios periféricos se pueden lesionar por traumatismos o causas mecánicas, térmicas, daño isquémico o tumoral, pudiendo presentar trastornos de la movilidad, sensibilidad y pérdida de la función motora en el área denervada. Las técnicas quirúrgicas aplicadas en la reparación nerviosa han pasado a través de varias etapas de evolución, como la técnica de tubulización, que cosiste en usar una prótesis en forma de tubo en el segmento lesionado. En este trabajo se utilizó el biomaterial quitosana para fabricar las prótesis, ya que permite incorporar a su matriz sustancias promotoras del crecimiento nervioso que se liberan de forma prolongada in situ al ser degradado por lisosomas titulares por ser de origen orgánico. Se sabe, por diversos estudios, que en el proceso de regeneración participan diversos neuroesteroides en nervios periféricos, cuyas funciones están ya descritas, como la pregnenolona. Para determinar si había o no regeneración y el grado de madurez de ésta, se utilizaron 12 hembras, adultas jóvenes, de la raza French Poodle, de entre 1 y 1.5 años de edad (cuatro se utilizaron como grupo testigo intacto, cuatro fueron tubulizadas con quitosana, y cuatro se tubulizaron con quitosana y el neuroesteroide pregnenolona, que es una hormona madre), para corregir un segmento de 15 mm que fue axotomizado. Los nervios regenerados se evaluaron mediante microscopía electrónica de transmisión y de luz, efectuando cortes transversales de 60-70 nm y 1 µm de espesor, para su análisis histológico. Los hallazgos morfológicos evidenciaron una estructura similar a la de un nervio intacto, ya que el número de axones mieliniza-dos, no mielinizados y la proporción “g” (que indica el grado de maduración del axón) fueron semejantes, lo que indica que la regeneración de los nervios axotomizados y tubulizados se logró, independientemente del tratamiento aplicado.


REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)

  1. Afifi AK. Neuroanatomía functional. Texto y Atlas. México (DF): McGraw-Hill Interamericana, 1999.

  2. Gil J. Protocolo de disección del perro. Barcelona: Masson, SA, 1997.

  3. Sisson S, Grossman JD. Anatomía de los animales domésticos. 5ª ed. México (DF): Ciencia y Cultura Latinoamericana, SA de CV, 1994.

  4. Vassilis EK, Rajiv RR. Cell death and diseases of the nervous system. Totowa, Nueva Jersey: Humana Press, 1986.

  5. Garbay B, Heape, AM, Sargeil, F, Cassage C. Myelin synthesis in the peripheral nervous system. Prog Neurobiol 2000;61:267-304.

  6. Smith KS, Kapoor R, Hall SM, Davies M. Electrically Active Axons Degenerate When Exposed to Nitric Oxide. Ann Neurol 2001; 49:470-476.

  7. Araki T, Milbrandt J. Ninjurin, a novel adhesion molecule, is induced by nerve injury and promotes axonal growth. Neuron 1996;17:353-361.

  8. Broussignac P. Un Haut polymere naturel peu connu dans I’ Industrie Le Chotosane. Chimie et Industrie- Genie Chimique 1968;99:241.

  9. Gabríelson G, Stenstrom JA. Contribution to peripheral nerve suture technique. Plast Reconstr Surg 1996;38:68-72.

  10. Müeller HW, Stoll G. Nerve injury and regeneration: basic insights and therapeutic interventions. Curr Opin Neurobiol 1998;11:557-562.

  11. Perry V, Luner E, Brown M. Evidence that thee rate of Wallerian degeneration is controlled by a single autosomal dominant gene. Eur J Neurosci 1990;2:402-408.

  12. Chaudry V, Glass J, Friffi n J. Wallerian degeneration in peripheral nerve disease. Neurol Clin 1992;10:613-627.

  13. Dumitru, D. Reaction of the peripheral nervous system to injury. In electrodiagnostic medicine. Filadelfi a: Ed Hanley-Belfus Inc,1994.

  14. Weiss P. The technology of nerve regeneration. Sutureless tubulation and related methods of nerve repair. Neurosurgery 1944;1:400- 450.

  15. Ayala H. Estudio Experimental en la cirugía de los nervios periféricos. Rev Ortop Traum 1997;2:3-14.

  16. Sulaiman ARO, Gordon T. Effects of Short- and Long- Term Schwann Cell. Denervation on Peripheral Nerve Regeneration, Myelination, and Size. Glia 2000;32:234-246.

  17. Barakat W. The role of thyroid hormones and their receptors in peripheral nerve regeneration. J Neurobiol 1999;40:541.

  18. Jones, KJ. Gonadal steroids and neuronal regeneration. A therapeutic role. Adv Neurol 1993;59(a):227-240.

  19. Jones KJ. In axonal regeneration. Brain Gonadal steroids as promoting factors. Res Bull 1993;30:491-498.

  20. Terris D, Fee W. Current issues in nerve repair. Arch Otolaryngol Head Neck Surg 1993; 119:725.

  21. Kabbadj K, El-Etr M, Baulieu EE, Robel P. Pregnenolone metabolism in rodent embryonic neurons and astrocytes. Glia 1993;7:170-175.

  22. Garcia-Estrada J, Luquin S, Ana MF, Garcia-Segura LM. Dehydroepiandrosterone, pregnenolone and sex steroids down- regulate reactive astroglia in the male rat brain after a penetrating. Int J Devl Neurosci 1999;17:145-151.

  23. Jung-Testas I, Schumacher M, Robel M, Baulieu EE. Actiones of steroids hormones and growth factors on glial cells of the central and peripheral nervous system. J Steroids. Biochem Molec 1994;48:145-154.

  24. Morfi n R, Young J, Corpéchot C, Egestad B, Sjövall J, Baulieu EE. Neurosteroids; pregnenolone in human sciatic nerves. Proc Natl Acad Sci 1992;89:6790-6793.

  25. Akawa SN, Gouezou M, Robel P, Baulieu EE, Goascone L. Astrocytes and neuroesteroides. Metabolism of pregnenolona and dehydroepiandrosterone. Regulation by cell density J Cell Biology 1993;121:135-143.

  26. Wong BJ, Mattox DE. Experimental nerve regeneration. A Review. Otolaryngol Clin North Am 1991; 24:739-752.

  27. Hall S. Axonal regeneration through acellular muscle grafts. J Anatomy 1997;190:57-71.

  28. Spector G, Lee P, Derby A, Friedich G, Burke J, Vogler P. Facial nerve regeneration through semipermeable chambers in the rabbit. Laryngoscope 1992;102:784.

  29. Aguado A, David S, Richardson P, Bray G. Axonal elongation in peripheral and central nervous system transplants. Adv Cell Neurobiol 1982;3:215.

  30. Baley S, Villadiego A, Eichler M, Rich K. The infl uence of fibronectin and laminin during Schwann cell migration and peripheral nerve regeneration through silicon chambers. J Neurocytol 1993;22:176.

  31. Salonen V, Peltonen J, Roytta M. Laminin in traumatized peripheral nerve: basement membrane changes during degeneration and regeneration. J Neurocytol 1987;16:713.

  32. Davis G, Varon S, Engvall E, Manthorpe M. Substratum-binding neurite-promoting factors: relationships to laminin. Trends Neurosci 1985;8:528.

  33. Terris D, Fee WE. Current issues in nerve repair. Arch Otolaryngol Head Neck Surg. 1993;119:725-731.

  34. Campbell JB, Bassett CA, Husby J, Thulin CA, Feringa ER. Microfílter sheats in peripheral nerve surgery. J Trauma 1961;11:139-157.

  35. Braun R. Comparative studies of neurorrhaphy and sutureless peripheral nerve repair. Surg Gynecot Obstet 1966;122:15-18.

  36. Yoshii S. Peripheral nerve regeneration along collagen fllments. Brain Res 2001;888:158-162.

  37. Pham H, Padilla J, Nguyen K, Rosen J. Comparison of nerve repair techniques: suture vs avitene-polyglycolic acid tube. J Reconstr Microsurg 1991;7:31-36.

  38. Shepherd R, Reader S, Falshaw A. Chitosan functional properties. J Glyco Conj 1997; 14:535.

  39. Kas HS. Chitosan:properties, preparations and application to microparticulate systems. J Microencap 1997;14:689-711.

  40. Varum K, Holme H, Izume M, Stokke BT, Smidsrd O. Determination of enzymatic hidrolysis specificity of partially N-acetylated of concentrated solutions of chitosans. Biochim Biophys Acta 1996;1297:5.

  41. Hirano S. Novel metod for the preparation of N-acetylchitosan fiber and N-acetylchitosan cellulose fiber. Biomaterials 1998;19:3293.

  42. Lorenzo-Lamosa M, Remuñan-Lopez J. Design of microencapsulated chitosan microspheres for colonic drug delivery. J Controll Rel 1998; 52:109-118.

  43. Lee KY. Blood compatibility and biodegradability of partially N- acetylated chitosan derivateds. Biomaterials 1995;15:1211-2116.

  44. Koening HL, Schumacher M, Ferzas B, Do Thi A, Ressouches A, Guennoun R et al. Progesterone synthesis and myelin formation by Schwann Cells. Science 1995;268:1500-1503.

  45. Jameela S, Jayakrishnan A. Glutaraldehyde crosslinked chitosan microspheres as a long acting biodegradable drug delivery vehicle: studies on the in y/tro release of mitoxantrone and in vivo degradation of microspheres in rat muscle. Biomaterials 1995;16:769-775.

  46. Rao SB, Sharma OP. Use of chitosan as a biomaterial: studies on its safety and haemostatic potential. J Biomed Mater Res 1997;34:21.

  47. Williams L, Azzam N, Zalewski A, Azzam R. Regeneration axons are not required to induce the formation of a Schwann cell cable in a silicone chamber. Exp Neurol 1993;120:49.

  48. Spencer P, Weinberg H, Krygier BV. An in vivo method to prepare normal Schwann cells free of axons and myelin. Brain Res 1979;165:119.

  49. Várum K, Izume M, Holme H, Stokke BT, Smidsrd O. Determination of enzymatic hydrolysis specificity of partially N-acetylated chitosans. Biochem Biophys Acta 1996;5:1291.

  50. Lundborg G, Abrahamson S, Rosen B, Dahlin L, Danielsen N. Tubular repair of the median nerve in the human forearm. J Hand Surg Brit Eur 1994;19B:273.

  51. Chen Z, Wang M. Effects of nerve growth factor on crushed sciatic nerve regeneration in rats. Microsurgery 1995;16:547.




2020     |     www.medigraphic.com