2023, Número 1
Análisis microbiológico a corto y largo plazo del material usado para esterilizar instrumental odontológico.
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10.35366/109721
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Idioma: Español
Referencias bibliográficas: 10
Paginas: 6-10
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RESUMEN
Introducción: el material para empaquetar el instrumental odontológico, como pueden ser bolsas de tela, papel o plástico, es usado por profesionales de la salud; sin embargo, es necesario esclarecer la efectividad de cada uno y determinar el tiempo que permanece estéril luego del procedimiento. Objetivo: identificar la eficacia de tela, plástico y papel como materiales para esterilizar instrumental a corto y largo plazo. Material y métodos: se realizaron cultivos sólidos y líquidos de instrumental esterilizado en tres materiales y con diferentes tiempos de postesterilización. Se incubaron a 36 oC por 72 horas en condiciones aerobias y anaerobias. Los resultados se analizaron usando una prueba de Kruskal-Wallis, seguida de una prueba de Dunn. Resultados: los resultados mostraron que inmediatamente después del proceso de esterilización, los tres materiales son efectivos (Kruskal-Wallis test, p = 0.2752), 24 horas (p = 0.2492), siete (p = 0.0509) y 14 días (p = 0.0006). Veinticuatro horas posterior a la esterilización la tela no es efectiva, el plástico disminuye su efectividad y el papel sigue siendo efectivo. Conclusión: en nuestros resultados, el papel es la mejor opción para esterilizar instrumentalINTRODUCCIóN
La cavidad oral es un espacio en el cual existe una gran cantidad de microorganismos, patógenos y no patógenos, que pueden trasladarse al equipo e instrumental odontológico.1,2 Pacientes y odontólogos están expuestos a microorganismos, ya que la práctica incluye transferencia directa o indirecta a través del instrumental, equipo y superficies contaminadas.3 Considerando que el instrumental odontológico está en contacto con la cavidad oral del paciente, es de suma importancia que el instrumental usado se encuentre estéril.4 El uso de material no esterilizado correctamente es un riesgo de salud para el paciente y para el personal de salud.2 Por parte de los Centros para el Control y Prevención de Enfermedades (CDC, por sus siglas en inglés), la Administración de Seguridad y Salud Ocupacional (OSHA, por sus siglas en inglés) y la Asociación Dental Americana (ADA, por sus siglas en inglés) se han establecido normas sanitarias que el personal odontológico debe cumplir.3 Por ello, es de gran relevancia un adecuado procedimiento de esterilización en el instrumental que se utilizará durante la consulta odontológica, ésta es una de las prácticas que definen a un odontólogo competente.5
Para realizar el procedimiento de esterilización se utilizan diferentes materiales como: cajas metálicas y de plástico, bolsas para esterilizar y también paños de tela.6 El material que se usa para esterilizar debe permitir la entrada de calor y de vapor seco o húmedo según sea el caso; además en ocasiones éste se almacena, por tal razón es necesario elegir adecuadamente el material que se va a utilizar para esterilizar.7 Se debe utilizar un material que no deje pelusa, ya que si estas partículas quedan en el instrumental quirúrgico pueden entrar en contacto con las heridas y causar infecciones.7 Es usual que, sin conocer previamente la eficacia de los materiales, se utilice el mismo protocolo para todos ellos, tampoco se considera el material de empaquetado o si éste permanece estéril; por lo que los objetivos de esta investigación fueron: esclarecer la efectividad de los materiales que se usan para esterilizar el instrumental odontológico, así como determinar la efectividad a largo plazo de los tres materiales mencionados para mantener estéril el instrumental usado en la práctica odontológica.
MATERIAL Y MéTODOS
Se realizó un estudio experimental en el que se usaron sondas periodontales empaquetadas en bolsas de tela, plástico y papel, se esterilizaron y se procedió a realizar los cultivos en cuatro tiempos diferentes: inmediatamente, 24 horas, siete y 14 días después del proceso de esterilización. Posterior al procedimiento de esterilización, el material se mantuvo en una mesa limpia durante el tiempo de postesterilización, se transportó del área central de equipos y esterilización (CEYE) al laboratorio de investigación, y se mantuvo en condiciones ambientales hasta la toma de muestras.
PREPARACIóN DE MEDIOS DE CULTIVO
Se prepararon medios de cultivo sólidos y líquidos, los medios sólidos fueron: agar papa dextrosa (APD: papa 20%, dextrosa 2%, Meyer código: 1,440-250 y agar 1.5%, Meyer código 5,345-1,000), así como agar gelosa sangre (AGS: 40%, Bioxon® código: 211728), enriquecido con 5% de sangre humana. Los medios líquidos fueron: caldo nutritivo (Bioxon® código 103-1), tioglicolato sin dextrosa y sin indicador (BD Bioxon® 228000) en las proporciones indicadas por el fabricante. Los medios sólidos y líquidos se esterilizaron a 121 oC, durante 15 minutos, a 15 libras de presión en un autoclave de calor húmedo (Modelo DC MEDIMAN).
TOMA DE MUESTRAS
Las muestras se tomaron frotando un hisopo, sumergido previamente en solución salina al 0.9% de cloruro de sodio (NaCl, Meyer código 2365-500), en los instrumentos de muestra, mismos que se incubaron durante 72 horas a 36 oC en tioglicolato sin dextrosa y sin indicador para cultivos anaerobios, así como en caldo nutritivo para cultivos aerobios; todo bajo condiciones de esterilidad dentro de la campana de flujo laminar.
INCUBACIóN
Las muestras en los medios líquidos se incubaron durante 72 horas a 36 oC dentro de la estufa RIOSSA EC-51, posterior a ese tiempo se realizó la siembra en medios sólidos usando un asa bacteriológica a través de la técnica de estría, agar glucosado de Sabouraud (AGS) y agar de papa y dextrosa (APD) para microorganismos aerobios y únicamente en AGS para los cultivos anaerobios. Todos los medios fueron preparados en las concentraciones descritas anteriormente, los cultivos anaerobios se incubaron dentro de una jarra de anaerobiosis Meyer; todo bajo condiciones de esterilidad en la campana de flujo laminar. Después de la siembra, las cajas de Petri se incubaron 72 horas a 36 oC.
TINCIóN DE GRAM
Para algunos casos en los que se observó mayor crecimiento bacteriano se realizó tinción de Gram, para ésta se hizo frotis usando el asa bacteriológica, los cuales fueron fijados con calor empleando la flama de un mechero y después de ello se realizó la tinción correspondiente con el kit Hycel, de acuerdo a las indicaciones del fabricante. Se obtuvieron fotografías representativas con el microscopio Leica DME en el objetivo 100x usando aceite de inmersión.
CUANTIFICACIóN
Posterior a 48 horas de la siembra, se realizó el conteo correspondiente de las unidades formadoras de colonias (UFC) en los medios sólidos. Del mismo modo, se hizo un análisis cualitativo en los cultivos líquidos considerando la turbidez de los medios. Se clasificó de cero a tres, el número mayor se refería al nivel más elevado de turbidez, éste fue un método establecido empíricamente en el laboratorio.
ANáLISIS ESTADíSTICO
El análisis estadístico se realizó usando una prueba de Kruskal-Wallis, seguida de una prueba de Dunn. Para determinar diferencias entre los grupos se consideró un nivel de significancia p = 0.05. En todos los casos se usó el programa de análisis estadístico GraphPad Prism 7.0 para Windows.
RESULTADOS
Se observó un crecimiento bacteriano en algunos medios de cultivo. La descripción de la morfología bacteriana se muestra en la Tabla 1, asimismo se muestran fotomicrografías representativas (Figura 1).
Los resultados mostraron eficacia de los tres materiales empleados para la esterilización inmediatamente después del proceso. Tanto en cultivos líquidos como sólidos, aerobios y anaerobios, el crecimiento fue nulo (Kruskal-Wallis test, p > 0.05) (Tablas 2 y 3).
Posterior a las 24 horas del proceso de esterilización, los resultados mostraron que los tres materiales son efectivos (Kruskal-Wallis test, p > 0.05) (Tablas 2 y 3); sin embargo, el uso de tela mostró crecimiento mínimo de algunos microorganismos para todos los casos.
Después de siete días del proceso de esterilización, los resultados mostraron que la tela (T) no es efectiva con respecto a los otros materiales. La bolsa de plástico (BP) reduce su efectividad, pero la bolsa de papel (PP) muestra mayor efectividad que los otros materiales en medios sólidos (Kruskal-Wallis test, T vs BP, p = 0.0251; T vs PP, p > 0.9999; BP vs PP, p = 0.1191) (Tabla 2) y en medios líquidos (Kruskal-Wallis test, p > 0.05) (Tabla 1).
El crecimiento de microorganismos anaerobios en cultivos líquidos 14 días luego del proceso de esterilización mostró mayor crecimiento en el instrumental esterilizado en tela (Kruskal-Wallis test, T vs BP, p = 0.0057; T vs PP, p > 0.0057; BP vs PP, p = 0.9999) (Tabla 3); sin embargo, en los medios sólidos anaerobios aunque se observó crecimiento no hubo diferencia estadísticamente significativa (Kruskal-Wallis test, p > 0.05) (Tabla 2).
DISCUSIóN
Los hallazgos de esta investigación mostraron mayor eficacia del papel como material de esterilización, el plástico muestra menor eficacia y la tela no es efectiva. En múltiples ocasiones se almacena el instrumental odontológico y se usa luego de cierto tiempo postesterilización. Existen legislaciones y normas regulatorias para cumplir con los estándares de seguridad requeridos en la práctica odontológica, instrumental y equipo odontológico, así como las unidades dentales.8 Esto se puede revisar en la Norma Oficial Mexicana para la prevención y control de enfermedades bucales NOM-013-SSA2-2006, publicada el 23 de noviembre de 2016, en el Diario Oficial de la Federación.
El proceso de esterilización se debe realizar bajo un protocolo estricto, estandarizado y replicable.5 Limpiar, desinfectar y esterilizar el material e instrumental se ha convertido en una responsabilidad legal que obliga al odontólogo a garantizar el correcto procedimiento.4 Se requiere de un proceso cuidadoso de validación, así como planeación del procedimiento que se utilizará considerando la práctica a desarrollar.9
En este sentido es necesario evaluar la efectividad de los materiales que se utilizan para esterilizar, así como el tiempo postesterilización. Existen diversos factores como la temperatura, la humedad, la eliminación de aire, el secado, entre otros, que podrían influir en la efectividad de la esterilización y que en ocasiones no se consideran.10 En el área odontológica se han realizado varios estudios sobre la eficacia de la esterilización, pero poco se ha publicado.1 Por esta razón es necesario realizar estudios que incluyan los tiempos y ciclos usados de esterilización, el material que se utiliza para envolver, el procedimiento de lavado y desinfectado del instrumental previo a la esterilización, así como el tratamiento postesterilización; y no sólo realizarlos, sino también publicar acerca de ello entre la comunidad odontológica.
CONCLUSIONES
Los hallazgos de esta investigación mostraron diferencia en la eficacia de los tres materiales más comunes para llevar a cabo el procedimiento de esterilización. El papel es la mejor opción para esterilizar instrumental odontológico.
Asimismo, se demostró que el tiempo postesterilización debe ser considerado, ya que a largo plazo es posible que se pueda contaminar por microorganismos anaerobios dentro del empaque.
Se recomienda esterilizar el material previo a su uso y no almacenarlo por largos periodos de tiempo.
REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)
AFILIACIONES
1 Universidad Autónoma de Tlaxcala, Facultad de Odontología.
Conflicto de intereses: los autores declaran que no hay conflicto de intereses.
Aspectos éticos: investigación sin riesgo, no requiere consentimiento informado.
Financiamiento: para su desarrollo se contó con el financiamiento del Cuerpo Académico, Salud y Epidemiología Bucal (UATLx-CA-209).
CORRESPONDENCIA
Dra. María de los Ángeles Carrasco-Ruíz. E-mail: 20050820@uatx.mxRecibido: 21 de junio de 2022. Aceptado: 20 de septiembre de 2022.