2019, Número 2
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Rev Cubana Med Trop 2019; 71 (2)
Determinación de biopelículas y betalactamasas de espectro extendido en Vibrio cholerae no-O1, no-O139 aislados de pacientes con diarreas en Cuba
Fernández-Abreu A, Bravo-Fariñas LC, Rivero-Navea G, Nuñez-Fernández FA, Cruz-Infante Y, Águila-Sánchez A, Hernández-Martínez JL
Idioma: Español
Referencias bibliográficas: 19
Paginas: 1-7
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RESUMEN
Vibrio cholerae no-O1, no-O139 es el tercer grupo de bacterias del género Vibrio que con más frecuencia producen diarreas. Sobrevive en los ambientes acuáticos, utilizando la formación de biopelícula como mecanismo de supervivencia que propicia la transmisión de la enfermedad diarreica. Desde 1977 se caracterizan aislados de V. cholerae con resistencia múltiple, y algunos de los mecanismos involucrados incluyen la producción de β-lactamasas de espectro extendido (BLEE). Este trabajo tuvo como objetivo determinar la formación de biopelícula en los aislados cubanos de V. cholerae no-O1, no-O139, causantes de
enfermedad diarreica aguda (EDA), y detectar la producción de BLEE en aquellos con resistencia total e intermedia a ampicilina. Se realizó un estudio descriptivo de corte transversal, entre enero 2014 y junio 2015. Se estudiaron 55 aislados caracterizados previamente, que formaban parte del cepario del Laboratorio Nacional de Referencia de
EDA del Instituto “Pedro Kourí”. Para la determinación fenotípica de BLEE se estudiaron
43, de los que ya se conocía su susceptibilidad a ampicilina. El 54,5 % de los aislados
resultaron positivos a la formación de biopelícula, y predominaron los clasificados como
formadores moderados (46,6 %) y débiles (36,6 %). De los 34 resistentes a ampicilina,
26,5 % resultaron positivos a la producción de BLEE. En el caso de los nueve aislados con
resistencia intermedia a ampicilina, 44,4 % resultaron positivos. Los resultados del presente
estudio contribuyen al conocimiento sobre la capacidad que tienen de persistir en el
ambiente y permiten profundizar sobre los mecanismos de resistencia a los antimicrobianos.
REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)
Organización Mundial de la Salud. Cólera. 2012 [citado 25 Abr 2019] . Disponible en: http://www.who.int /mediacenter/factheets/fs107/es/index.html
González S, Villagra de Trejo A, Pichel M, Figueroa S, Merletti G, Caffer MI, et al. Caracterización de aislamientos de V. cholerae no-O1, no-O139 asociados a cuadros de diarrea. .Rev Argent Microbiol. 2009;41(1):11-9.
Chin J. El control de las enfermedades transmisibles. 17th ed. Washington, DC: OPS; 2001. Publicación científica y técnica No. 581.
Marrero K, Fando-Calzada R. Formación de biopelícula por V. cholerae. Rev CENIC Ciencias Biológicas. 2011;42(2):69-80.
Silva AJ, Benitez JA. V. cholerae biofilms and cholera pathogenesis. PLoS Negl Trop Dis. 2016;10:e0004330. doi: 10.1371.
Nadell CD, Drescher K, Wingreen NS, Bassler BL. Extracellular matrix structure governs invasion resistance in bacterial biofilms. The ISME Journal. 2015;9:1700-9.
Farmer J, Janda J, Brenner F, Cameron D, Birkhead K. Bergey's Manual of Systematics of Archaea and Bacteria. Published Online. 2015. doi: 10.1002/9781118960608.gbm01078.
Fernández S, Alonso G. Cólera y V. cholerae. Rev Inst Nac Hig Rafael Rangel. 2009;40(2):50-9.
Navarro F, Calvo J, Cantón R, Fernández F, Mirelis B. Detección fenotípica de mecanismos de resistencia en gramnegativos. Enferm Infecc Microbiol Clín. 2011;29(7):524-34.
Fernández A, Bravo L, Aguila A, Cruz Y, Illnait M, Llop A, et al. Susceptibilidad antimicrobiana en aislamientos cubanos de V. cholerae O1 procedentes de muestras clínicas. Rev Cub Med Trop. 2016;68(1):51-8.
O'Toole GA. Microtiter Dish Biofilm Formation Assay. JoVE. 2011 [cited 2019 Abr 25]. Disponible en: http://www.jove.com/details.php?id=2437. doi: 10.3791/2437.
Kaur S, Sharma P, Kalia N, Singh J, Kaur S. Anti-biofilm Properties of the Fecal Probiotic Lactobacilli Against Vibrio spp. Front Cell Infect Microbiol. 2018;8:120. doi: 10.3389.
Rahman M, Jubair M, Alam MT, Weppelmann TA, Azarian T, et al. High-Frequency Rugose Exopolysaccharide Production by V. cholerae Strains Isolated in Haiti. PLoS ONE. 2014;9(11):e112853. doi:10.1371.
Preeprem S, Mittraparp-Arthorn P, Bhoopong P, Vuddhakul V. Isolation and characterization of V. cholerae isolates from seafood in Hat Yai City, Songkhla, Thailand. Foodborne Pathog Dis. 2014;11(11):881-6. doi: 10.1089.
Gómez J, Gómez-Lus ML, Bas P, Ramos C, Cafini F, Maestre JR, et al. ¿Es la cuantificación del biofilm un elemento diferenciador en la patogenia de bacilos gramnegativos? Rev Esp Quimioter. 2013;26(2):97-102
Perozo M, Armindo J, González C, Maribel J. Detección de Betalactamasas de Espectro Extendido en cepas de la familia Enterobacteriaceae. Antimicrob Agents Chemother. 2015;pii:AAC.00166-15.
Bhattacharya D, Dey S, Roy S, Parande MV, Telsang M, Seema MH, et al. Multidrug- Resistant Vibrio cholerae O1 was Responsible for a Cholera Outbreak in 2013 in Bagalkot, North Karnataka. Jpn J Infect Dis. 2015;68:347-50.
Ceccarelli D, Alam M, Huq A, Colwell R. Reduced susceptibility to extended-spectrum β-Lactams in V. cholerae isolated in Bangladesh. Frontiers in Public Health. 2016;4.
Rajpara N, Nair M, Bhardwaj AK. A Highly Promiscuous Integron, Plasmids, Extended Spectrum Beta Lactamases and Efflux Pumps as Factors Governing Multidrug Resistance in a Highly Drug Resistant Vibrio fluvialis Isolate BD146 from Kolkata, India. Indian J Microbiol. 2018;58(1):60-7. doi: 10.1007.