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ISSN 0016-3813 (Impreso)

2019, Número 3

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Gac Med Mex 2019; 155 (3)


Transmisión vertical del virus de la rabia cría-madre, fenómeno que podría mantener al virus en especies reservorios de vida silvestre

Aréchiga-Ceballos N, Almazán-Marín C, Aguilar-Setién Á

Idioma: Español
Referencias bibliográficas: 18
Paginas: 249-253
Archivo PDF: 204.86 Kb.


RESUMEN

Introducción: La prueba biológica establecida por la Organización Mundial de la Salud para aislar y amplificar el virus de la rabia consiste en inocular vía intracraneal ratones lactantes para detectar signos de rabia en un periodo de 21 días. Objetivo: Constatar el contagio viral en las madres de ratones lactantes inoculados con virus de la rabia. Método: Veintisiete aislados mexicanos de virus de la rabia se inocularon vía intracraneal en ratones lactantes, los cuales fueron observados por 21 días y sus madres, por 60 días. El diagnóstico se llevó a cabo mediante inmunofluorescencia en cerebro. El virus se caracterizó por secuenciación y anticuerpos monoclonales. Resultados: Todas las camadas presentaron rabia entre siete y 15 días posinoculación (p. i.); tres de las 27 hembras (11 %), a los días 33, 37 y 39 p. i. de sus crías. La caracterización viral mostró que las madres se infectaron con la misma variante de sus crías, dos procedían de murciélago hematófago y una de perro. Las camadas que trasmitieron rabia a sus madres fueron nueve individuos. Conclusiones: En la naturaleza, el virus de la rabia podría preservarse mediante la transmisión de los neonatos (más susceptibles de contraer y amplificar el virus) a sus madres.


REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)

  1. Koprowski H. The mouse inoculation test. En: Meslin FX, Kaplan MM, Koproaski H, editores. Laboratory techniques in rabies. Suiza: World Health Organization; 1996.

  2. Dean DJ, Abelseth MK, Atanasiu P. The fluorescent antibody test. En: Meslin FX, Kaplan MM, Koproaski H, editores. Laboratory techniques in rabies. Suiza: World Health Organization; 1996.

  3. Díaz AM, Papo S, Rodríguez A, Smith JS. Antigenic analysis of rabies virus isolated from Latin America and the Caribbean. Zentralbl Veterinaer B. 1994;41:153-160.

  4. Hall TA. BioEdit: a user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT. Nucleic Acids Symp Ser. 1999;41:95-98.

  5. Thompson JD, Higgins DG, Gibson TJ. CLUSTAL W: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, position-specific gap penalties and weight matrix choice. Nucleic Acids Res. 1994;22:4673-80.

  6. Smith JS, Yager PA, Baer GM. A rapid reproducible test for determining rabies neutralizing antibody. Bull World Health Organ. 1973;48 535-541.

  7. Belcher DW, Wurapa FK, Atuora DOC. Endemic rabies in Ghana. American J Am J Trop Med Hyg. 1976;25:724-729.

  8. Malaga H, López-Nieto E, Gambirazio C. Canine rabies seasonality. Int J Epidemiol. 1979;8:243-245.

  9. Ogunkoya AB, Beran GW, Umoh JU, Gomwalk NE, Abdulkadir IA. Serological evidence of infection of dogs and man in Nigeria by lyssaviruses (family Rhabdoviridae). Trans R Soc Trop Med Hyg. 1990;84:842-845.

  10. Aguèmon CT, Tarantola A, Zoumènou E, Goyet S, Assouto P, Ly S, et al. Rabies transmission risks during peripartum -Two cases and a review of the literature. Vaccine. 2016;34:1752.

  11. Arai YT. Virulence of chick embryo fibroblast-passaged flury HEP rabies virus and its revertants in mice. Microbiol Immunol. 1985;29:811-823.

  12. George DB, Webb CT, Farnsworth ML, O’Shea TJ, Bowen RA, Smith DL, et al. Host and viral ecology determine bat rabies seasonality and maintenance. Proc Natl Acad Sci U S A. 2011;108:10208-10213.

  13. Streicker DG, Recuenco S, Valderrama W, Benavides JG, Vargas I, Pacheco V, et al. Ecological and anthropogenic drivers of rabies exposure in vampire bats: implications for transmission and control. Proc Biol Sci. 2012;279;3384-3392.

  14. Hayman DT, Luis AD, Restif O, Baker KS, Fooks AR, Leach C, et al. Maternal antibody and the maintenance of a lyssavirus in populations of seasonally breeding African bats. PloS One. 2018;13:e0198563.

  15. Obregón-Morales C, Aguilar-Setién Á, Perea-Martínez L, Galvez- Romero G, Martínez-Martínez FO, Aréchiga-Ceballos N. Experimental infection of Artibeus intermedius with a vampire bat rabies virus. Comp Immunol Microbiol Infect Dis. 2017;52:43-47.

  16. Romero-Almaráz L, Aguilar Setién A, Sánchez-Hernández C. Gestación y nacimientos. En: Murciélagos benéficos y vampiros. Características, importancia, rabia, control y conservación. México: AGT; 2006.

  17. Davis AD, Morgan SM, Dupuis M, Poulliott CE, Jarvis JA, Franchini R, et al. Overwintering of rabies virus in silver haired bats (Lasionycteris noctivagans). PLoS One. 2016;19;11(5):e0155542.

  18. Begeman L, GeurtsvanKessel C, Finke S, Freuling CM, Koopmans M, Müeller T, et al. Comparative pathogenesis of rabies in bats and carnivores, and implications for spillover to humans. Lancet Infect Dis. 2017;18:e147-e159.




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