2016, Número 2
Siguiente >>
VacciMonitor 2016; 25 (2)
Desarrollo de un ensayo de PCR para detectar los genes codifi cadores de la toxina del cólera (ctxAB) en preparaciones del candidato vacunal vivo atenuado CV638 contra el cólera
Peidro-Guzmán H, Marrero-Domínguez K, Ledón-Pérez T, Fando-Calzada R
Idioma: Español
Referencias bibliográficas: 21
Paginas: 30-36
Archivo PDF: 106.66 Kb.
RESUMEN
El candidato vacunal vivo oral atenuado CV638 se produce siguiendo los criterios de las guías de Buenas Prácticas de
Producción específicas para vacunas. El ingrediente activo de este candidato vacunal es la cepa atenuada genéticamente
Vibrio cholerae 638; desarrollada por investigadores del Centro Nacional de Investigaciones Científicas de Cuba
(CNIC), a partir de la cepa toxigénica de
V. cholerae serogrupo O1, biotipo El Tor C7258, (Perú, 1991), mediante la
remoción de los genes que codifican la producción de la toxina del cólera (
ctxAB). Dado que la cepa 638 carece de
estos genes en su genoma, la presencia de
ctxAB en las preparaciones vacunales estaría dada por una contaminación
con una cepa toxigénica de
V. cholerae. El presente estudio tuvo como objetivo desarrollar un PCR específico para
detectar los genes
ctxAB a partir de ADN aislado de preparaciones del candidato vacunal CV638 contaminado
artifi cialmente con
V. cholerae toxigénico. La sensibilidad del ensayo de PCR empleando como molde ADN de la
cepa toxigénica fue de 1 picogramo (pg) de ADN genómico por reacción, correspondiente a ~200 copias del genoma
de la bacteria. La sensibilidad del método de PCR para detectar cepas toxigénicas en preparaciones vacunales de la
cepa 638, contaminadas con una cepa toxigénica fue de ~7 x 10
3 unidades formadoras de colonia (UFC) de la cepa
toxigénica por dosis del candidato vacunal CV638. Este método, una vez validado, pudiera emplearse en el control
de la calidad de la producción del candidato vacunal vivo CV638.
REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)
Harris JB, La Rocque RC, Qadri F, Ryan ET, Calderwood SB. Cholera. Lancet 2012;379(9835):2466-76.
O’Ryan M, Vidal R, Del Canto F, Carlos SJ, Montero D. Vaccines for viral and bacterial pathogens causing acute gastroenteritis: Part I: Overview, vaccines for enteric viruses and Vibrio cholerae. Hum Vaccin Immunother 2015;11(3):584- 600.
Pastor M, Pedraz JL, Esquisabel A. The state-of-the-art of approved and under-development cholera vaccines. Vaccine 2013;31(38):4069-78.
Benítez JA, García L, Silva A, García H, Fando R, Cedré B, et al. Preliminary assessment of the safety and immunogenicity of a new CTXPhi-negative, hemagglutinin/protease-defective El Tor strain as a cholera vaccine candidate. Infect Immun 1999;67(2):539-45.
Centro para el control estatal de la calidad de los medicamentos (CECMED). Validación de métodos analíticos. Regulación No. 41-2007. La Habana: CECMED; 2007.
Dalusi L, Lyimo TJ, Lugomela C, Hosea KM, Sjoling S. Toxigenic Vibrio cholerae identifi ed in estuaries of Tanzania using PCR techniques. FEMS Microbiol Lett 2015;362(5): doi:10.1093/femsle/fnv009.
Studer E, Candrian U. Development and validation of a detection system for wild-type Vibrio cholerae in genetically modifi ed cholera vaccine. Biologicals 2000;28(3):149-54.
Sambrook J, Fritsch EF, Maniatis T. Molecular cloning: A Laboratory Manual. 2nd ed. New York: Cold Spring Harbor; 1989.
Heidelberg JF, Eisen JA, Nelson WC, Clayton RA, Gwinn ML, Dudson RJ, et al. DNA sequence of both chromosomes of the cholera pathogen Vibrio cholerae. Nature 2000;406(6795):477- 83.
Ausubel FM, Brent R, Kingston RE, Moore DD; Seidman JG, Smith JA, et al, editors. Short protocols in molecular biology. 3rd ed. New York: John Wiley & Sons; 1995.
WHO. Cholera, 2013. Wkly Epidemiol Rec 2014;89(31):345- 56.
Li F, Kan B, Wang D. Development of both multiple PCR and real-time SYBR green PCR for the detection of Vibrio cholerae non-O1/O139 serogroups. Zhonghua Liu Xing Bing Xue Za Zhi. 2014;35(1):66-70.
Vinothkumar K, Bhardwaj AK, Ramamurthy T, Niyogi SK. Triplex PCR assay for the rapid identifi cation of 3 major Vibrio species, Vibrio cholerae, Vibrio parahaemolyticus, and Vibrio fl uvialis. Diagn Microbiol Infect Dis 2013;76(4):526-8.
Wei S, Zhao H, Xian Y, Hussain MA, Wu X. Multiplex PCR assays for the detection of Vibrio alginolyticus, Vibrio parahaemolyticus, Vibrio vulnifi cus, and Vibrio cholerae with an internal amplifi cation control. Diagn Microbiol Infect Dis 2014;79(2):115-8.
Chuang LY, Cheng YH, Yang CH. Specifi c primer design for the polymerase chain reaction. Biotechnol Lett 2013;35(10):1541-9.
Ye J, Coulouris G, Zaretskaya I, Cutcutache I, Rozen S, Madden TL. Primer-BLAST: a tool to design target-specifi c primers for polymerase chain reaction. BMC Bioinformatics 2012;(13): doi:10.1186/1471-2105-13-134.
Apte A, Daniel S. PCR primer design. Cold Spring Harb Protoc. 2009;(3): doi:10.1101/pdb.ip65.
Dieffenbach CW, Lowe TM, Dveksler GS. General concepts for PCR primer design. PCR Methods Appl 1993;3(3):S30-S37
Kumar A, Chordia N. In silico PCR primer designing and validation. Methods Mol Biol 2015;1275:143-51.
Gardes J, Croce O, Christen R. In silico analyses of primers used to detect the pathogenicity genes of Vibrio cholerae. Microbes Environments. 2012;27(3):250–6.
Safa A, Nair GB, Kong RY. Evolution of new variants of Vibrio cholerae O1. Trends Microbiol 2010;18(1):46-54.
Texto completo
Cómo citar este artículo
Artículos similares