medigraphic.com
ISSN 1027-2852 (Digital)
ISSN 0864-4551 (Impreso)

2013, Número 4

<< Anterior Siguiente >>

Biotecnol Apl 2013; 30 (4)


Péptidos sintéticos que reproducen la secuencia del extremo amino de las sticholysinas como modelos para el estudio de su relación estructura-función

Ros U, Pedrera L, Martínez D, Tejuca M, Pazos F, Lanio ME, Alvarez C

Idioma: Ingles.
Referencias bibliográficas: 19
Paginas: 312-316
Archivo PDF: 176.54 Kb.


RESUMEN

La anémona del mar Caribe Stichodactyla helianthus produce dos proteínas formadoras de poros: las sticholysinas I y II (StI y StII). Para dilucidar la contribución de sus primeros 30 (StII) o 31 (StI) aminoácidos del extremo N-terminal a la actividad formadora de poros, se sintetizaron cuatro péptidos que abarcaron los residuos 1 al 31 de StI (StI1-31, StI12-31) y 1 al 30 de StII (StII1-30, StII11-30). StII1-30 fue el más activo, seguido por StI1-31. La diferencia entre las actividades hemolíticas de los péptidos largos reproduce cualitativamente la hallada entre las respectivas toxinas StI y StII. Los resultados sugieren la importancia de la continuidad de la secuencia hidrofóbica 1-10 en el péptido StII1-30 para su capacidad de unión a membranas y su actividad. La actividad membranotrópica diferencial de los péptidos se explica por las diferencias en sus propiedades hidrofóbicas y electrostáticas. Además se demostró que StII1-30 forma poros con un radio similar a los de la proteína (aproximadamente 1 nm), con su extremo N-terminal hacia el núcleo hidrofóbico de la bicapa lipídica, mientras que el resto está más expuesto hacia el microambiente acuoso, tal como se ha supuesto postulado para las sticholysinas. Ello demuestra que los péptidos sintéticos que reproducen el segmento N-terminal de las sticholysinas son un modelo de la estructura y función de estas toxinas, y herramientas biotecnológicas útiles, sobre la base de su reducido tamaño molecular, a diferencia de sus proteínas nativas de mayor tamaño. Este trabajo mereció el Premio Anual de la Academia de Ciencias de Cuba, 2012.


REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)

  1. Lanio ME, Morera V, Alvarez C, Tejuca M, Gomez T, Pazos F, et al. Purifi cation and characterization of two hemolysins from Stichodactyla helianthus. Toxicon. 2001;39(2-3):187-94.

  2. Tejuca M, Dalla Serra M, Potrich C, Alvarez C, Menestrina G. Sizing the radius of the pore formed in erythrocytes and lipid vesicles by the toxin sticholysin I from the sea anemone Stichodactyla helianthus. J Membr Biol. 2001;183(2):125-35.

  3. Kem WR. Sea anemones toxins: structure and action. In: Hessinger DA, Lenhoff HM, editors. The biology of nematocysts. San Diego: Academic Press; 1988. p. 375-405.

  4. Tejuca M, Serra MD, Ferreras M, Lanio ME, Menestrina G. Mechanism of membrane permeabilization by sticholysin I, a cytolysin isolated from the venom of the sea anemone Stichodactyla helianthus. Biochemistry. 1996;35(47):14947-57.

  5. Valcarcel CA, Dalla Serra M, Potrich C, Bernhart I, Tejuca M, Martinez D, et al. Effects of lipid composition on membrane permeabilization by sticholysin I and II, two cytolysins of the sea anemone Stichodactyla helianthus. Biophys J. 2001;80(6):2761-74.

  6. Anderluh G, Macek P. Cytolytic peptide and protein toxins from sea anemones (Anthozoa: Actiniaria). Toxicon. 2002;40(2):111-24.

  7. Alvarez C, Mancheño JM, Martinez D, Tejuca M, Pazos F, Lanio ME. Sticholysins, two pore-forming toxins produced by the Caribbean Sea anemone Stichodactyla helianthus: their interaction with membranes. Toxicon. 2009;54(8):1135-47.

  8. Huerta V, Morera V, Guanche Y, Chinea G, Gonzalez LJ, Betancourt L, et al. Primary structure of two cytolysin isoforms from Stichodactyla helianthus differing in their hemolytic activity. Toxicon. 2001; 39(8):1253-6.

  9. Martinez D, Campos AM, Pazos F, Alvarez C, Lanio ME, Casallanovo F, et al. Properties of St I and St II, two isotoxins isolated from Stichodactyla helianthus: a comparison. Toxicon. 2001;39(10):1547-60.

  10. Mancheño JM, Martin-Benito J, Martinez- Ripoll M, Gavilanes JG, Hermoso JA. Crystal and electron microscopy structures of sticholysin II actinoporin reveal insights into the mechanism of membrane pore formation. Structure. 2003;11(11):1319-28.

  11. Castrillo I, Alegre-Cebollada J, Martínez del Pozo A, Gavilanes JG, Santoro J, Bruix M. 1H, 13C, and 15N NMR assignments of the actinoporin Sticholysin I. Biomol NMR Assign. 2009;3(1):5-7.

  12. Atherton E, Sheppard RC. Solid phase peptide synthesis: A practical approach; Oxford: Oxford University Press; 1989.

  13. Casallanovo F, de Oliveira FJ, de Souza FC, Ros U, Martinez Y, Penton D, et al. Model peptides mimic the structure and function of the N-terminus of the poreforming toxin sticholysin II. Biopolymers. 2006;84(2):169-80.

  14. Renkin EM. Filtration, diffusion, and molecular sieving through porous cellulose membranes. J Gen Physiol. 1954; 38(2):225-43.

  15. Lakowicz JR. Principles of Fluorescence Spectroscopy. 3rd ed. New York: Springer; 2006.

  16. Lau SY, Taneja AK, Hodges RS. Synthesis of a model protein of defi ned secondary and quaternary structure. Effect of chain length on the stabilization and formation of two-stranded alpha-helical coiled-coils. J Biol Chem. 1984;259(21):13253-61.

  17. Menestrina G, Cabiaux V, Tejuca M. Secondary structure of sea anemone cytolysins in soluble and membrane bound form by infrared spectroscopy. Biochem Biophys Res Commun. 1999;254(1):174-80.

  18. Brockman H. Lipid monolayers: why use half a membrane to characterize protein-membrane interactions? Curr Opin Struct Biol. 1999;9:438-43.

  19. Kyte J, Doolittle RF. A simple method for displaying the hydropathic character of a protein. J Mol Biol. 1982;157(1): 105-32.




2020     |     www.medigraphic.com