2013, Número 1
<< Anterior Siguiente >>
Rev Cubana Med Trop 2013; 65 (1)
Aplicación de herramientas serológicas y moleculares para el diagnóstico de coriorretinitis por Toxoplasma gondii
Regalado AB, Rodríguez PMS, Fraga NJ, Rojas RL, Núñez FFÁ, Jerez PLE
Idioma: Español
Referencias bibliográficas: 32
Paginas: 13-25
Archivo PDF: 126.22 Kb.
RESUMEN
Introducción: Toxoplasma gondii, agente causal de la toxoplasmosis, es un protozoario intracelular obligado que puede afectar al globo ocular, siendo la causa más común de uveítis posterior.
Objetivo: determinar la utilidad de las técnicas serológicas y moleculares para el diagnóstico de la toxoplasmosis ocular en pacientes con uveítis.
Métodos: se diseñó un estudio de corte transversal para comparar un grupo de pacientes afectados por coriorretinitis toxoplásmica y otro con signos sugestivos de coriorretinitis no toxoplásmica. En ambos grupos se utilizaron métodos serológicos como la inmunofluorescencia indirecta y la prueba de inmunoensayo enzimático (ELISA), y la reacción en cadena de la polimerasa para el diagnóstico de la toxoplasmosis ocular.
Resultados: las técnicas serológicas permitieron detectar los anticuerpos IgG anti-
Toxoplasma en 100 % de los pacientes con coriorretinitis toxoplásmica, de ellos fueron positivos a los anticuerpos IgM solo 3 pacientes y 1 tuvo un resultado débil a la avidez IgG. La reacción en cadena de la polimerasa detectó el ADN de
Toxoplasma gondii en 15 de los 47 pacientes para una sensibilidad de 31,9 %.
Conclusiones: se reporta la detección de anticuerpos anti-
Toxoplasma, en todos los casos de coriorretinitis toxoplásmica a través de los métodos serológicos, aunque la técnica más sensible fue la inmunofluorescencia indirecta. Se empleó la detección molecular del ADN de
Toxoplasma gondii en pacientes con toxoplasmosis ocular, por primera vez en Cuba. Los resultados permiten sugerir el uso de técnicas serológicas y moleculares que ayuden a confirmar el diagnóstico de infección por
Toxoplasma en pacientes con coriorretinitis.
REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)
Remington JS, Thulliez P, Montoya JG. Recent developments for diagnosis of toxoplasmosis. J Clin Microbiol. 2004; 42:941-5.
Holland GN, O'Connor GR, Belfort Jr R, Remington JS. Toxoplasmosis. En: Pepose JS, Holland GN, Wilhelmus KR, editors. Ocular infection and immunity. St Louis: Mosby Year-Book; 2006. p. 1183-223.
Pardo A, Callizo J, Valldeperas X. Revisión de la prevención y tratamiento de la toxoplasmosis ocular. Tarragona. Rev An Oftalmol. 2004;12:11-20.
Sudharshan S, Ganesh SK, Biswas J. Current approach in the diagnosis and management of posterior uveitis. Indian J Ophthalmol. 2010;58:29-43.
Mattos CC, Meira LS, Ferreira AI, Frederico FB, Hiramoto RM, Almeida GC, et al. Contribution of laboratory methods in diagnosing clinically suspected ocular toxoplasmosis in Brazilian patients. Diagn Microbiol Infect Dis. 2011;70:362-6.
Bastien P. Molecular diagnosis of toxoplasmosis. Trans R Soc Trop Med Hyg. 2002;96(S1):205-15.
Montoya TG. Laboratory diagnosis of Toxoplasma gondii infection and toxoplasmosis. J Infect Dis 2002;185(Suppl 1):73-82.
Figueroa MS, Bou G, Marti-Belda P, Lopez-Velez R, Guerrero A. Diagnostic value of polymerase chain reaction in blood and aqueous humor in immunocompetent patients with ocular toxoplasmosis. Retina. 2000; 20:614-9.
Talabani H, Asseraf M, Yera H, Delair E, Ancelle T, Thulliez P, et al. Contributions of immunoblotting, real-time PCR, and the Goldmann-Witmer coefficient to diagnosis of atypical toxoplasmic retinochoroiditis. J Clin Microbiol 2009;47:2131-5.
Sugita S, Ogawa M, Inoue S, Shimizu N, Mochizuki M. Diagnosis of ocular toxoplasmosis by two polymerase chain reaction (PCR) examinations: qualitative multiplex and quantitative real-time. Jpn J Ophthalmol. 2011;55(5):495-501.
Montoya JG, Remington JS. Toxoplasmic chorioretinitis in the setting of acute acquired toxoplasmosis. Clin Infect Dis. 1996;23:277-82.
Silveira C, Vallochi AL, Rodrigues da Silva U, Muccioli C, Holland GN, Nussenblatt RB, et al. Toxoplasma gondii in the peripheral blood of patients with acute and chronic toxoplasmosis. Br J Ophthalmol. 2011;95(3):396-400.
De Boer JH, Verhagen C, Bruinenberg M, Rothova A, de Jong PT, Baarsma GS, et al. Serologic and polymerase chain reaction analysis of intraocular fluids in the diagnosis of infectious uveitis. Am J Ophthalmol. 1996;121:650-8.
Danise A, Cinque P, Vergani S, Candino M, Racca S, De Bona A, et al. Use of polymerase chain reaction assays of aqueous humor in the differential diagnosis of retinitis in patients infected with human immunodeficiency virus. Clin Infect Dis. 1997;24:1100-6.
Montoya J, Parmley S, Liesenfeld O, Jaffe G, Remington J. Use of the polymerase chain reaction for diagnosis of ocular toxoplasmosis. Ophthalmology. 1999;106:1554-63.
Gegundez JA. Exploraciones complementarias en las uveítis. Arch Soc Esp Oftalmol. 2003;78:1-5.
Bou G, Figueroa MS, Martí-Belda P, Navas E, Guerrero A. Value of PCR for detection of Toxoplasma gondii in aqueous humor and blood samples from immunocompetent patients with ocular toxoplasmosis. J Clin Microbiol. 1999;37:3465-8.
Delgado G, González C. Coriorretinitis por toxoplasmosis: estudio de 65 casos. Rev Cubana Med Trop. 1978;30:69-78.
González I, Díaz M, Pérez J. Coriorretinitis por Toxoplasma en niños. Rev Cubana Med Trop. 1999;51:138-42.
Álvarez G, Rey A, Adán A. Características clínicas de toxoplasmosis ocular en población inmigrante del área de Barcelona: estudio de 22 pacientes. Arch Soc Esp Oftalmol. 2010;85:202-8.
Campos A M, Mariastrid C, Carreño M. Breve descripción de la toxoplasmosis [citada 13 Feb 2012]. Disponible en: http://www.slideshare.net/macr091/toxoplasmosis-11555328
Goldman M, Cover RK. Fluorescence inhibition test for toxoplasmosis. Public Health Lab. 1962;20:80-7.
Lappalainen M, Koskela P, Koskiniem M, Ammala P, Hilesnaa V, Terano K, et al. Toxoplasmosis acquired during pregnancy. Improved serodiagnosis based on avidity of IgG. J Infect Dis. 1993;167:691-7.
Maniatis T, Fritsch EF, Sambrook J. Molecular cloning: a laboratory manual. Cold Spring Harber Laboratory Press. Cold Spring Harber. New York; 1992.
Burg JL, Grove CM, Pouletty P, Boothroyd JC. Directed and sensitive detection of a pathogenic protozoan, Toxoplasma gondii, by polymerase chain reaction. J Clin Microbiol 1989; 27:1787-92.
Jaeschke R, Guyatt G, Sackett DL, the Evidence-Based Medicine Working Group. Users' guides to the medical literature. III. How to use an article about a diagnostic test. B. What are the results and will they help me in caring for my patients? JAMA. 1994;271:703-7.
Commodaro AG, Belfort RN, Rizzo LV, Muccioli C, Silveira C, Burnier Jr MN, et al. Ocular toxoplasmosis: an update and review of the literature. Mem Inst Oswaldo Cruz . 2009;104:345-50.
Fekkar A, Bodaghi B, Touafek F, Le Hoang P, Mazier D, Paris L. Comparison of immunoblotting, calculation of the Goldmann-Witmer coefficient, and real-time PCR using aqueous humor samples for diagnosis of ocular toxoplasmosis. J Clin Microbiol. 2008;46:1965-7.
Kaplan JE, Benson C, Holmes KH, Brooks JT, Pau A, Masur H, et al. Guidelines for prevention and treatment of opportunistic infections in HIV-infected adults and adolescents: recommendations from CDC, the National Institutes of Health, and the HIV Medicine Association of the infectious Diseases Society of America. MMWR Recomm Rep. 2009;58(RR-4):1-207.
Garweg JG, Scherrer J, Wallon M, Kodjikian L, Peyron F. Reactivation of ocular toxoplasmosis during pregnancy. BJOG. 2005;112:241-2.
Spalding SM, Amendoeira MR, Klein CH, Ribeiro LC. Serological screening and toxoplasmosis exposure factors among pregnant women in South of Brazil. Rev Soc Bras Med Trop. 2005;38:173-7.
Heukelbach J, Meyer-Cirkel V, Sabóia R, Gomide M, Nogueira JA, Saweljew P, et al. Waterborne Toxoplasmosis, Northeastern Brazil. Emerg Infect Dis. 2007;13:287-9.