medigraphic.com

2009, Número 1

<< Anterior

Vet Mex 2009; 40 (1)


La lipofección incrementa la eficiencia de mutagénesis dirigida en células troncoembrionarias de ratón E14 TG2a

López-Heydeck SM, Cajero-Juárez M, Alonso-Morales RA, Martínez-Castañeda JS, Robles-González JF, Barbabosa-Pliego A, Vázquez-Chagoyán JC

Idioma: Español/Inglés
Referencias bibliográficas: 23
Paginas: 85-93
Archivo PDF: 343.83 Kb.


RESUMEN

Durante los últimos 15 años se ha demostrado que la electroporación representa el método ideal para la transfección de células troncoembrionarias de ratón; sin embargo, demanda grandes cantidades de ADN y células, así como equipo caro y delicado, ello hace que este proceso sea costoso y laborioso. La lipofección es un método de transfección que requiere menos de células y ADN que la electroporación; asimismo, ha probado ser eficiente en gran número de líneas celulares. Se ha demostrado que después de lipofectar células troncoembrionarias de ratón, éstas mantienen su pluripotencia y son capaces de formar quimeras de línea germinal y se transfectan con mayor eficiencia que con electroporación, pero no se ha notificado la mutagénesis dirigida mediante la lipofección de células troncoembrionarias de ratón. El objetivo del presente trabajo fue saber si la lipofección puede ser utilizada con la misma o mayor eficiencia que la electroporación para los protocolos regulares de mutagénesis dirigida; en este contexto, se compara la eficiencia en mutagénesis dirigida entre estas técnicas en células troncoembrionarias de ratón E14TG2a, utilizando un vector de reemplazo. Entre las células transfectadas no se hallan diferencias en la eficiencia en mutagénesis dirigida entre grupos; sin embargo, los resultados que aquí se ofrecen muestran que la lipofección es tres veces más eficiente en la transfección, lo cual indica que la lipofección es un método alternativo menos costoso para obtener mutagénesis dirigida en células troncoembrionarias de ratón.


REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)

  1. THOMAS K, CAPECCHI R. Site-directed mutagenesis by gene targeting in mouse embryo-derived stem cells. Cell 1987; 51(3): 503-512.

  2. HASTY P, RIVERA-PEREZ J, CHANG C, BRADLEY A. Target frequency and integration pattern for insertion and replacement vectors in embryonic stem cells. Mol Cell Biol 1991; 11: 4509-4517.

  3. AMURA CR, MAREK L, WINN RA, HEASLEY LE. Inhibited neurogenesis in JNK1-deficient embryonic stem cells. Mol Cell Biol 2005; 25: 10791-10802.

  4. BOLLAG RJ, WALDMAN AS, LISKAY M. Homologous recombination in mammalian cells. Annu Rev Genet 1989; 23 : 199-225.

  5. TAREK M. Membrane electroporation: A molecular dynamics simulation. Biophys J 2005; 88: 4045-4053.

  6. CAPECCHI MR. How close are we to implementing gene targeting in animals other than mouse. Proc Natl Acad Sci USA 2000; 97: 956-957.

  7. BUGEON L, SYED N, DALLMAN M J. A fast and efficient method for transiently transfecting ES cells: application to the development of systems for conditional gene expression. Transgenic Res 2000; 9: 229-232.

  8. HASEGAWA S, HIRASHIMA N, NAKANISHI M. Microtubule involvement in the intracellular dynamics for gene transfection mediated by cationic liposome. Gene Ther 2001; 8: 1669-1673.

  9. LAKKARAJU A, RAHMAN Y, DUBINSKY JM. Lowdensity lipoprotein receptor-related protein mediates the endocytosis of anionic liposomes in neurons. J Biol Chem 2002; 277: 15085-15092.

  10. RAVIV U, NEEDLEMAN DJ, LI Y, MILLER HP, WILSON L, SAFINYA CR. Cationic liposome-microtubule complexes: Pathways to the formation of two-state lipid-protein nanotubes with open or closed ends. Proc Natl Acad Sci USA 2005; 102: 11167-11172.

  11. HYUN S, LEE G, KIM D, KIM H, LEE S, NAM D et al. Production of nuclear transfer-derived piglets using porcine fetal fibroblast transfected with the enhanced green fluorescent protein. Biol Reprod 2003; 69: 1060-1068.

  12. MCCREATH K J, HOWCROFT J, CAMPBELL KH, COLMAN A, SCHNIEKE AE, KIND AJ. Production of gene-targeted sheep by nuclear transfer from cultured somatic cells. Nature 2000; 29, 405: 1066-1069.

  13. LEE JT, JAENISCH R. A method for high efficiency YAC lipofection into murine embryonic stem cells. Nucleic Acids Res 1996; 24: 5054-5056.

  14. MA H, LIU Q, DIAMOND SL, PIERCE E A. Mouse embryonic stem cells efficiently lipofected with nuclear localization peptide result in a high yield of chimeric mice and retain germline transmission potency. Methods 2004; 33: 113-120.

  15. YANG S, TUTTON S, PIERCE E, YOON K. Specific double-stranded RNA interference in undifferentiated mouse embryonic stem cells . Mol Cell Biol 2001; 21: 7807-7816.

  16. DEKKER M, BROWERS C, RIELE H. Targeted gene modification in mismatch-repair-deficient embryonic stem cells by single-stranded DNA oligonucleotides. Nucleic Acids Res 2003; 31: 27-34.

  17. VÁZQUEZ JC, NOGUESS C, RUCKER EB, PIEDRAHITA JA. Factors affecting the efficiency of introducing precise genetic changes in ES cells by homologus recombination: tag-and-exchange versus the cre-Ioxp system. Transgenic Res 1998; 7 : 181-193.

  18. JOYNER AL. GENE TARGETING A Practical Approach. In: Rickwood D, Hames D, editors. The Practical Approach Series. Toronto, Canada: OIRL Press., 1992: 85-97.

  19. HOGAN B, BEDDINGTON R, CONSTANTINI F, LACY E. Manipulating the Mouse Embryo. A Laboratory Manual. Cold spring, New Cork: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1994.

  20. HANSON KD, SEDIVY JM. Analysis of biological sections for High-efficiency gene targeting. Mol Cell Biol 1995; 15: 45-51

  21. ABE A, MIYANOHARA A, FRIEDMANN T. Enhanced Gene Transfer with Fusogenic Liposomes Containing Vesicular Stomatitis Virus G Glycoprotein. J Virol 1998; 72: 6159-6163.

  22. GROSSINI L, COURNIL-HENRIONNET C, MIR LM, LIAGRE B, DUMAS F, ETIENNES et al. Direct gene transfer into rat articular cartilage by in vivo electroporation. FASEB J 2003; 17: 829-835.

  23. TEMPLETON NS, ROBERTS DD, SAFER B. Efficient gene targeting in mouse embryonic stem cells. Gene Therapy 1997; 4 : 700-709.




2020     |     www.medigraphic.com